Технічна картка Туберкульозу великої рогатої худоби

Документ доопрацьовується

Види, на які впливає

Mycobacterium bovis

Велика рогата худоба є основним носієм M. bovis, але він, ймовірно, здатний заразити більшість чи всіх ссавців і сумчастих. Сприйнятливість до хвороби може бути різною. Клінічні випадки були описані в овець, кіз та їхніх родичів; свиней та інших представників родини Suidae; коней та інших конячих; верблюдів та південноамериканських верблюдоподібних; собак та інших псових; котів та різних диких котячих; багатьох диких жуйних та парнокопитних тварин; інші копитні, такі як слони, носороги (Ceratotherium simum, Diceros bicornis) та жирафи (Giraffa camelopardalis); а також різноманітні інші носії, включаючи тхорів, норок, смугастих мангустів, сурикатів, видр (Lutra lutra), єнотів (Procyon lotor), коатів (Nasua nasua), опосумів, зайців (Lepus sp.), кролики, не людиноподібні примати, ведмеді й багато гризунів. Хоча більшість мікроорганізмів, раніше виявлених у тюленів і морських левів, тепер класифікуються як M. pinnipedii, M. bovis був виявлений у сірих тюленів (Halichoerus grypus), що свідчить про те, що морські ссавці, ймовірно, також сприйнятливі до нього.

Велика рогата худоба є звичайним основним носієм для M. bovis, але він також може підтримуватися в козах, оленях, що утримуються в неволі, та деяких диких тваринах, що живуть на волі. Вид може бути основним носієм в одному місці й поширювачем в іншому, залежно від щільності його популяції та інших факторів, що сприяють передачі інфекції. Вважається, що лось (Cervus canadensis) і білохвостий олень (Odocoileus virginianus) є основними носіями в Національному парку Рідінг-Маунтін, Канада, хоча лось відіграє головну роль. Проте, лосі є додатковими носіями в Мічигані, де білохвості олені підтримують M. bovis. Наразі жоден з цих видів не є зараженим цим мікроорганізмом в інших частинах США чи Канади. Аналогічно, дикі свині вважаються важливими основними носіями в середземноморському кліматі на Піренейському півострові в Європі, але вони, схоже, є побічними носіями в атлантичній Іспанії та деяких інших частинах Європи. До інших основних носіїв належать лісові бізони (Bison bison athabascae) навколо Національного парку Вуд-Бізон, Канада, дикі свині в деяких частинах Гавайських островів, щіткохвості опосуми (Trichosurus vulpecula) в Новій Зеландії, європейські борсуки (Meles meles) у Сполученому Королівстві та Республіці Ірландія, благородний олень/лось (Cervus elaphus) в деяких частинах Європи; а також африканські буйволи (Syncerus caffer) і кафуа лечве (Kobus leche kafuensis) в Африці. Великий куду (Tragelaphus strepsiceros) і бородавники (Phacochoerus aethiopicus) також були запропоновані як можливі носії для утримання в Африці, але їхня роль все ще обговорюється. Визначити, чи є той, чи інший вид диких тварин основним носієм чи носієм-переносником, може бути складно. Свого часу дикі тхори (Mustela furo) були запропоновані як основні носії в Новій Зеландії, але зараз вони, схоже, є побічними носіями, в яких M. bovis може циркулювати впродовж тривалого часу, але врешті-решт зникає. Екосистеми, де M. bovis циркулює в дикій природі, зазвичай мають різноманітних додаткових носіїв - від гризунів і дрібних ссавців до хижих і копитних.

Туберкульоз у птахів зазвичай викликає M. avium, який не входить до комплексу M. tuberculosis. Однак є кілька повідомлень про птахів, уражених M. bovis, включаючи папуг, страуса і чорного лебедя (Cygnus atratus). M. bovis розмножувався у голубах (Columba livia) після пероральної чи інтратрахеальної ін'єкції та хвилястих папуг (Melopsittacus undulatus) після внутрішньом'язової ін'єкції. Клінічні ознаки розвинулися у хвилястих папужок, але не у голубів; проте кілька голубів час від часу виділяли мікроорганізми з фекаліями. Американські ворони (Corvus brachyrhynchos, шпаки (Sturnus vulgaris), качки крижні (Anas platyrhynchos) і дикі індики (Meleagris gallopavo), здається, стійкі до експериментального зараження.

Mycobacterium caprae

M. caprae є основним збудником Туберкульозу у кіз. Клінічні випадки чи інфекції також були задокументовані у великої рогатої худоби, овець, свиней, диких свиней, благородних оленів, червоних лисиць (Vulpes vulpes) та деяких тварин у зоопарках, включаючи сибірського тигра (Panthera tigris altaica), диких верблюдів Бактріана (Camelus bactrianus ferus), верблюдів-дромедарів (Camelus dromedarius), борнеоських слонів (Elephas maximus borneensis) та американських бізонів (Bison bison). Хоча кози є звичайними носіями, M. caprae були виявлені в стадах великої рогатої худоби, що не мають видимого контакту з дрібними жуйними тваринами. В Європі, схоже, він утримується у вільноживучих благородних оленях і, можливо, у диких свинях.

Mycobacterium microti, M. pinnipedii та M. orygis

M. microti зберігається у диких гризунів та комахоїдних (наприклад, землерийок) і викликає Туберкульоз у цих видів. Найчастіше заражені види, такі як польові полівки (Microtus agrestis), полівки (Myodes glareolus), лісові миші (Apodemus sylvaticus) і землерийки (Sorex araneus), здатні бути живильними носіями. Дикі свині також пропонуються для підтримання цього мікроорганізму. Серед визнаних побічних носіїв - велика рогата худоба, кози, свині, південноамериканські верблюди, коти, собаки й тхори, а також дикі тварини, що живуть на волі чи в неволі, такі як борсуки, сурікати, видри й не людиноподібні примати (білкові мавпи, Saimiri sciureus; мартишки, Callithrix jacchus).

M. pinnipedii, який викликає Туберкульоз у ластоногих, був виділений від декількох видів тюленів і морських левів. Існують поодинокі повідомлення про наявність цього мікроорганізму в інших носіїв, включаючи китоподібних (дельфін Гектора, Cephalorhynchus hectori; дельфін-афаліна, Tursiops truncatus), велику рогату худобу, лам, бактрійських верблюдів, щонайменше два види тапірів (Tapirus sp.) і нелюдських приматів (наприклад, горили, Gorilla sp.). Мікобактеріальні інфекції у снігового барса (Panthera uncia) та амурського леопарда (Panthera pardus orientalis) в одному зоопарку також могли бути спричинені M. pinnipedii.

M. orygis вперше був ізольований від східноафриканського орикса (Oryx beisa). З того часу він був виявлений у низці інших копитних, включаючи велику рогату худобу, арабського орикса (Oryx leucoryx), водяного бугая (Kobus ellipsiprymnus), африканського буйвола, індійського носорога (Rhinoceros unicornis), плямистого оленя (Axis axis), синього бика (Boselaphus tragocamelus) і нелюдських приматів.

Зоонозна небезпека

M. bovis, M. caprae, M. orygis, M. pinnipedii та M. microti здатні викликати Туберкульоз у людей.

Географічне поширення

Обмежена кількість країн (наприклад, Австралія, Ісландія, Гренландія, Сінгапур, деякі європейські країни, Ізраїль) повністю безпечні відносно M. bovis; однак, заражені стада худоби зараз рідкісні в Європі, Канаді, США, Новій Зеландії та деяких інших місцях. Відомо, що вогнища інфекції існують у Національному парку «Вуд Бізон» і Національному парку «Райдінг Маунтін» у Канаді, на Гаваях і північному сході штату Мічиган у США, в деяких європейських країнах і Новій Зеландії. Туберкульоз великої рогатої худоби все ще поширений чи відносно поширений серед великої рогатої худоби в деяких частинах Африки, Азії, Близького Сходу і Латинської Америки, включаючи Мексику.

M. caprae здебільшого реєструється в Європі, проте нещодавно його було виявлено у великої рогатої худоби в Північній Африці (Алжир, Туніс), а також в овець і північних оленів у Китаї, що свідчить про його значне поширення. M. orygis був знайдений в Африці, Південній Азії та на Близькому Сході. Поодинокі випадки, виявлені у людей в США та Новій Зеландії, ймовірно, були придбані в Азії. M. pinnipedii був описаний у морських ссавців у багатьох місцях, включаючи узбережжя Європи, Нової Зеландії, Австралії та Південної Америки. M. microti також широко розповсюджений, оскільки є повідомлення про клінічні випадки місцевого зараження в Європі, Африці та Південній Америці. Цілком ймовірно, що деякі з цих мікроорганізмів циркулюють і в інших регіонах.

Передача

Більшість інформації про передачу зоонозних мікобактерій походить з досліджень M. bovis. Залежно від місця локалізації, цей мікроорганізм можна виявити в респіраторних виділеннях, ексудаті з уражень (наприклад, з відтоку лімфатичних вузлів, деяких уражень шкіри), сечі, калі, молоці, вагінальних виділеннях і спермі. Линяння може відбуватися з перервами й відрізняється у різних особин. M. bovis частіше передається при ураженні дихальних шляхів та на пізніх стадіях хвороби, коли ураження є більш поширеним. Тісний контакт у закритих приміщеннях сприяє його поширенню. Його також культивують з ротових виділень деяких тварин, у тому числі тхорів, що може сприяти передачі інфекції при укусах.

Тварини здатні заразитися шляхом вдихання, проковтування чи прямого контакту через слизові оболонки, чи розриви шкіри. Для виникнення інфекції при проковтуванні, як правило, потрібна набагато більша кількість мікроорганізмів, ніж при вдиханні. Важливість різних шляхів передачі відрізняється для різних видів носіїв. Велика рогата худоба часто заражається через аерозолі під час тісного контакту. Проковтування менш важливе для цього виду, за винятком телят, що годуються від заражених корів. Шкірний, генітальний (статевий) і вроджений шляхи передачі можливі, але у великої рогатої худоби вони зустрічаються рідко. Вважається, що респіраторний шлях передачі також переважає у деяких інших носіїв, таких як верблюди, нелюдські примати та борсуки. Однак вважається, що найпоширенішим шляхом зараження тхорів, котів, оленів і коней є проковтування. Перкутанна передача переважно спостерігається у видів, що полюють чи б'ються, таких як коти та борсуки. Коти також здатні занести мікроорганізми на слизові оболонки, коли вмиваються після їди. Вважається, що собаки з ураженням нирок передавали M. bovis із сечею в розпліднику. Нозокоміальна передача була зареєстрована щонайменше у двох невеликих ветеринарних клініках для тварин. В одному випадку мікроорганізми від зараженого кота були передані здоровим котячим пацієнтам хірургічного відділення, ймовірно, через руки чи одяг.

Люди здатні заразитися тими ж шляхами, що і тварини, включаючи вдихання, ковтання і прямий контакт зі слизовими оболонками чи розривами шкіри. Проковтування є поширеною формою зараження, коли молочні продукти не проходять пастеризацію. Життєздатні M. bovis також можуть бути знайдені в сирому чи недовареному м'ясі та інших тканинах тварин. Укуси тварин рідко були пов'язані з випадками зараження людей. Передача інфекції від людини до людини можлива, особливо при ураженні дихальних шляхів. Ці випадки зазвичай стосуються людей, які перебувають у тісному контакті, наприклад, у сім'ях, але принаймні одне дослідження припустило можливість передачі M. bovis респіраторним шляхом під час випадкових контактів у громаді. Можливість передачі M. microti від людини до людини була також припущена й для M. bovis. Рідкісні випадки ймовірної чи можливої передачі від людини до тварини були задокументовані для M. bovis та M. orygis. У більшості з цих випадків мікроорганізми, ймовірно, передавалися аерозольним шляхом, але в одному випадку серед великої рогатої худоби причиною було забруднене сечею сіно.

На виживання M. bovis та близькоспоріднених мікобактерій у навколишньому середовищі впливають температура, вологість, вплив сонячного світла, коливання вологості та температури, конкуренція з іншими мікроорганізмами та початкова кількість бактерій. M. bovis може зберігатися до декількох місяців у ґрунті та інших матеріалах (наприклад, кормах, фекаліях), особливо в холодних, темних і вологих умовах; однак іноді він зникає впродовж декількох днів чи тижнів, особливо під впливом прямих сонячних променів, високих температур і сухого середовища. Є кілька повідомлень про тривале виживання впродовж року і більше, як правило, у фекаліях чи ґрунті за оптимальних умов лабораторії. В одному дослідженні, в якому були досліджені ґрунт, вода, сіно і кукурудза, що зберігалися на відкритому повітрі у відкритих контейнерах, було виявлено, що кількість життєздатних M. bovis значно зменшилася впродовж перших 2 тижнів, але невелика кількість мікроорганізмів вижила довше. M. bovis нечасто виділяють з ґрунту чи пасовищ, на яких випасалася заражена худоба, але не завжди зрозуміло, чи це пов'язано з інактивацією мікроорганізмів, чи з труднощами в його ізоляції з ділянок з конкурентними бактеріями, що легше ростуть в культурі.

Дезінфекція

Мікобактерії комплексу M. tuberculosis відносно стійкі до засобів для дезінфекції. Деякі засоби, ефективні проти M. tuberculosis, який є більш стійким, ніж M. bovis, включають засоби для дезінфекції на основі фенолу, повідон-йод (але не йодофор), гіпохлорит натрію, оцтову кислоту, глутаральдегід, формальдегід, ортофталевий етиленоксид та суміш 7,5% перекису водню і 0,85% фосфорної кислоти. Деякі з цих збудників можуть потребувати більш тривалого часу контакту чи вищих концентрацій, ніж ті, що зазвичай використовуються для інших мікроорганізмів. В одному з повідомлень 70% спиртовий розчин може інактивувати M. tuberculosis лише за відсутності мокротиння; однак спирти здатні бути цінним компонентом у багатоетапних процедурах дезінфекції обладнання.

M. bovis і M. caprae знищуються при стандартній пастеризації молока методом HTST. Мікобактерії також можуть бути знищені під впливом ультрафіолетового світла, нагріванням до температури понад 65°C (149°F) впродовж щонайменше 30 хвилин чи автоклавуванням (вологе тепло 121°C/ 250°F впродовж щонайменше 15 хвилин).

Інкубаційний період у заражених тварин

Туберкульоз зазвичай має повільний початок, а клінічні ознаки часто з'являються через кілька місяців чи більше. Інфекція також може залишатися латентною роками, а згодом реактивуватися. Іноді спостерігалися незвично короткі інкубаційні періоди, зокрема у 2 котів, випадково заражених через хірургічні розрізи, що захворіли через 14 і 42 дні.

Клінічні ознаки

Bovine tuberculosis (Mycobacterium bovis)

Туберкульоз у великої рогатої худоби зазвичай є хронічним, виснажливим захворюванням, хоча можливі гострі випадки, що швидко прогресують. Початок зазвичай підступний, спочатку з незначними ознаками хвороби чи взагалі без них. Загальні клінічні ознаки цього виду включають втрату ваги (виснаження може стати важким на термінальних стадіях), слабкість, апетит, низьку, коливну температуру, лімфаденопатію та ураження органів дихання з вологим, переривчастим кашлем, який посилюється вранці, в холодну погоду чи при фізичному навантаженні. Також може спостерігатися задишка чи тахіпное, а ураження шлунково-кишкового тракту може призвести до періодичної діареї та запорів. Поверхневі лімфатичні вузли можуть бути пальпаторно збільшені, а іноді розриваються і витікають. У цього виду часто уражається заглотковий лімфатичний вузол. Збільшення глибших лімфатичних вузлів іноді призводить до затикання кровоносних судин, дихальних шляхів чи травного тракту. Також повідомлялося про захворювання очей (наприклад, передній увеїт, хоріоїдальні інфільтрати, субретинальний ексудат), повторні аборти та безпліддя, спричинені ураженням матки, та інші синдроми. Ураження шкіри у великої рогатої худоби зустрічаються рідко.

Перебіг Туберкульозу в інших видів тварин загалом схожий, але панівні синдроми чи перебіг хвороби можуть відрізнятися. Органи черевної порожнини уражаються частіше, ніж дихальні шляхи у коней і деяких інших носіїв, тоді як у слонів, як правило, мало ознак, поки ураження не стане значним. Синдроми, про які повідомлялося у тварин, що вирощуються в господарствах, варіюють від випадків, що прогресують повільно, впродовж багатьох років, з абсцесами невідомого походження в ізольованих лімфатичних вузлах, до дисемінованої хвороби зі швидким, блискавичним перебігом. Ураження шкіри іноді спостерігається у шийок матки. У свиней переважають субклінічні інфекції, але також може спостерігатися дисемінована хвороба, особливо у молодняку. Остеомієліт та ураження мозкових оболонок є відносно поширеними серед цього виду тварин. Респіраторні захворювання є поширеною формою Туберкульозу як у борсуків, так і у щіткохвостих опосумів, але у борсуків вони мають тенденцію до хронічного перебігу, і вони здатні виживати роками, тоді як опосуми часто помирають впродовж декількох місяців. Диких тварин із запущеною формою Туберкульозу іноді виявляють, коли вони демонструють ненормальну поведінку (наприклад, опосуми блукають вдень).

У котів можна побачити локалізований чи генералізований Туберкульоз. У цього виду часто збільшений підщелепний лімфатичний вузол. На додаток до лімфаденопатії, у котів з генералізованим захворюванням зазвичай спостерігаються неспецифічні ознаки хвороби (наприклад, втрата ваги, стійка чи коливна низькотемпературна лихоманка) і, в деяких випадках, респіраторні ознаки (кашель, задишка) чи епізоди блювоти, чи діареї. Також можливі симптоми з боку центральної нервової системи (ЦНС), збільшення органів черевної порожнини (наприклад, печінки, селезінки) та ураження суглобів чи кісток. Ураження шкіри та підшкірної клітковини є поширеним явищем у котів і може виглядати як м'яка припухлість, твердий вузол чи плоска виразка. Ураження шкіри часто виникають внаслідок прямого введення вакцини в організм і, як правило, вражають обличчя, шию, плечі та кінцівки. Прогресуюче ураження іноді може оголити й зруйнувати кістки носа та обличчя. У деяких заражених котів спостерігається одностороннє чи двостороннє ураження очей, як самостійне, так і в поєднанні з іншими синдромами. Поширені ураження очей включають панувеїт чи передній увеїт, кон'юнктивіт і гранульоми в тканинах ока (наприклад, рогівці, судинній оболонці, сітківці), повіках чи периорбітальних тканинах. Як і в інших видів, Туберкульоз у котів зазвичай прогресує повільно. Однак, можливий блискавичний перебіг хвороби. В одному випадку два коти, випадково заражені через хірургічні рани, тяжко захворіли впродовж 2-3 тижнів. Туберкульоз у левів схожий на Туберкульоз у котів.

У собак зазвичай немає характерних ознак Туберкульозу великої рогатої худоби, але один спалах у розпліднику фокстер'єрів характеризувався незвичним гострим перебігом з неспецифічними ознаками, включаючи втрату ваги й лімфаденопатію, а також поліурією і полідипсією внаслідок ураження нирок.

Клінічні випадки, спричинені M. bovis, у птахів трапляються рідко, і є лише кілька описів. Повідомлялося про раптову смерть чорного лебедя, ураженого цим мікроорганізмом, а також про неспецифічні ознаки хвороби в експериментально заражених птахів. Це схоже на Туберкульоз птахів, який викликається такими мікроорганізмами, як M. avium, і характеризується переважно поганим станом тіла та іншими неспецифічними ознаками, хоча можливі також ураження шкіри, ураження очей і ознаки, пов'язані з ураженням внутрішніх органів.

Туберкульоз, спричинений іншими мікроорганізмами

У наземних ссавців клінічні випадки, спричинені іншими мікроорганізмами, зазвичай не відрізняються від випадків, спричинених M. bovis. Однак клінічна картина, що складається з твердих, піднятих уражень шкіри та підщелепної лімфаденопатії, характерна для котів, заражених M. microti, як із залученням, так і без залучення інших органів. M. microti також може викликати інші синдроми у котів, включаючи легеневі захворювання, артрит, очні симптоми та дисеміновані захворювання. Млявість, анорексія, втрата ваги та респіраторні симптоми характерні для ластоногих, заражених M. pinnipedii.

 Ссавці

Туберкульоз характеризується утворенням гранульом, в яких локалізуються бактерії. Класичним ураженням є Туберкульоз - жовтувато-біла чи сірувато-біла гранульома, зазвичай укладена в капсулу різної товщини. У великої рогатої худоби, дрібних жуйних, свиней та ряду інших видів тварин її внутрішня частина зазвичай казеозна, казеозно-вапняна чи кальцинована. Однак вузлики у деяких видів цервікальних часто погано інкапсульовані, мають тенденцію нагадувати абсцеси й можуть мати гнійні осередки. Вузлики різняться за розміром. Деякі з них досить малі, щоб їх можна було не помітити, якщо не розрізати тканину; інші можуть утворювати злиті ураження, що вражають більшу частину органу. У великої рогатої худоби та інших видів тварин, що схильні вдихати мікроорганізми, ураження зазвичай виявляються в легенях і лімфатичних вузлах голови та грудної клітки. У тварин, заражених аліментарним шляхом, ураження частіше виникають в органах черевної порожнини та лімфатичних вузлах (наприклад, брижових лімфатичних вузлах). Багато інших тканин і органів, включаючи шкіру, кістки, суглоби й ЦНС, також можуть бути уражені.

Класичні вузлики рідше зустрічаються у деяких носіїв, таких як коти, собаки та коні. Натомість ураження, як правило, виглядають як дифузна гранулематозна інфільтрація, яка може нагадувати неоплазію, чи множинні дрібні некальциновані вузлики, чи казеозні вогнища. Гладкі, сірі інфільтративні ураження в селезінці та печінці характерні для первинного Туберкульозу коней. Іноді в цих ураженнях можна виявити невеликі казеозні вогнища. Дифузні гранулематозні інфільтрати також часто зустрічаються при дисемінованому захворюванні, включаючи випадки у носіїв, що зазвичай утворюють класичні туберкульоми в місці первинного зараження. Міліарний Туберкульоз, найпоширеніша форма дисемінованої хвороби у великої рогатої худоби, виглядає як невеликі сірі, білі чи жовтувато-білі казеозні вогнища, розкидані по всій тканині.

У великої рогатої худоби дисемінація M bovis у плевру, перикард чи очеревину призводить до появи множинних дрібних, сидячих, квітконосних чи цвітної капусти вузликів, що з часом кальцифікуються. Кажуть, що вони нагадують перлини, а іноді можуть бути настільки численними, що покривають серозну оболонку. Дисемінація на поверхню серозних оболонок в овець, кіз і свиней спостерігається нечасто, але у коней іноді виникають вузликові ураження серозних оболонок. Плеврит, перитоніт і перикардит також спостерігаються у деяких котів і собак, але плевра зазвичай потовщена грануляційною тканиною, а не утворює вузлики. Деякі інші ураження, що можуть бути виявлені при Туберкульозі, включають солом'яного кольору чи серозно-геморагічну рідину в порожнинах тіла, чи перикарді; виразкові ураження в трахеї, бронхах чи кишківнику; остеомієліт; і різні аномалії в суглобах, включаючи проліферативні ураження і мінералізацію суглобової капсули. Деякі заражені тварини не мають жодних видимих уражень.

Птахи

Mycobacterium sp. не утворюють класичних інкапсульованих вузликів у птахів; натомість внутрішні органи зазвичай містять блідо-жовті, білі чи коричневі вузлики та гранулематозну інфільтрацію. Невеликі вузлики зазвичай не покриті оболонкою; більші вузлики можуть бути покриті оболонкою, але зазвичай не мінералізуються. Деякі птахи з мікобактеріозом не мають видимих уражень.

Діагностичні дослідження

Туберкульоз можна діагностувати шляхом виявлення збудників чи імунних реакцій на них. Тварин, що реагують на будь-який з цих типів досліджень, зазвичай вважають хворими на активну інфекцію. У деяких видів тварин діагностичні дослідження можуть доповнюватися рентгеном чи іншими методами візуалізації для виявлення патологій у внутрішніх органах.

Туберкулінова проба

Шкірна Туберкулінова проба, яка виявляє клітинно-опосередковані імунні реакції (КІР), є основним скринінговим дослідженням у великої рогатої худоби та деяких інших видів тварин. Туберкулін, суміш бактеріальних білків, вводять внутрішньошкірно, а через 48-96 годин оглядають місце ін'єкції на наявність запального набряку (реакція гіперчутливості сповільненого типу). Час, що минув, впливає на чутливість і специфічність дослідження. Дослідження для тварин зазвичай використовують антигени M. bovis, але вони також можуть виявляти інфекції, спричинені іншими представниками комплексу M. tuberculosis. Для зменшення хибнопозитивних реакцій можна використовувати порівняльне дослідження, який оцінює відносну реактивність до M. bovis та мікобактерій навколишнього середовища (M. avium). Хибнонегативні результати також можливі, особливо впродовж перших кількох тижнів після контакту, у тварин з пригніченою імунною реакцією, в тому числі у тих, що нещодавно отелилися, а також на пізніх стадіях захворювання, коли рівень мікобактерій Туберкульозу може знижуватися.

Основними Туберкуліновими дослідженнями, що використовуються у великої рогатої худоби, є дослідження з хвостовою складкою (ТХС), однократна внутрішньошкірна цервікальна проба (ОШП) і порівняльна цервікальна проба (ПШП). Вважається, що КШТ має вищу чутливість і специфічність, ніж ПШТ; однак, при проведенні ПШТ використовується ділянка, яку зручніше вводити і досліджувати. США, Канада та деякі інші країни використовують КТ для попереднього скринінгу великої рогатої худоби, а також повторно досліджують реактори за допомогою КТ. Деякі європейські країни використовують КСТ; інші починають з КІТ і підтверджують реактори за допомогою КСТ.

Туберкулінова проба також використовується для інших тварин, але вона має бути валідизована для кожного виду, а місце ін'єкції може відрізнятися. КСТ і КІТ є поширеними дослідженнями для виявлення Туберкульозу у цервікальних тварин, що утримуються в неволі. Туберкулінові дослідження також були оцінені та/або використані на козах, буйволах, морських свинках та обмеженій кількості диких тварин-носіїв (наприклад, леви, заражені M. bovis, морські леви в неволі, заражені M. pinnipedii). Існує відносно мало досліджень цих досліджень на вівцях, і деякі автори повідомляють, що хибнонегативні результати є поширеним явищем, якщо тварина не має значних уражень. Туберкулінові дослідження мають відносно низьку чутливість і специфічність у лам і альпак, і для більшої точності їх часто доповнюють дослідженнями in vitro на КСІ чи серологією. Вони вважаються ненадійними через недостатню чутливість та/або специфічність у котів, собак, коней, європейських борсуків і щіткохвостих опосумів. Практичні міркування, в тому числі необхідність повторного відлову тварини для зчитування результатів досліджень, також можуть перешкоджати їх використанню. Туберкулінові проби не можна застосовувати для пахідерм через особливості їхньої шкіри.

Дослідження клітинного імунітету in vitro

Аналізи вивільнення гамма-інтерферону (ІФН-γ) вимірюють ЦІК за допомогою зразків крові. Більшість цих досліджень проводяться у форматі ELISA чи ELISPOT. У деяких лабораторіях можуть бути доступні порівняльні аналізи, що оцінюють реактивність до M. bovis та мікобактерій навколишнього середовища (M. avium). Дослідження на виділення ІФН-γ можна використовувати замість шкірних досліджень у тварин, яких важко відловити чи з якими важко поводитися. Вони також поєднуються зі шкірними дослідженнями для підвищення чутливості чи специфічності.

Дослідження на вивільнення ІФН-γ, розроблені для великої рогатої худоби, не обов'язково працюють на інших тваринах. Станом на 2019 рік ці дослідження були використані чи оцінені на обмеженій кількості видів тварин, включаючи кіз, овець, південноамериканських верблюдів, котів, борсуків і левів. Вони також використовувалися разом із серологією під час спалаху хвороби у собак. Зразки для цього дослідження мають бути доставлені в лабораторію швидко, оскільки його необхідно розпочати впродовж 24-30 годин після забору крові.

Дослідження на проліферацію лімфоцитів, ще один аналіз крові на КЧС, в основному використовується у диких тварин і тварин у зоопарках. Він не є загальновживаним дослідженням.

Серологія

Антитіла до M. bovis зазвичай з'являються пізніше, ніж до CMI, і титри мають тенденцію до зростання в міру прогресування захворювання. Найбільш поширеними серологічними дослідженнями є ІФА та імунохроматографічний аналіз у боковому потоці, але також можуть бути доступні й інші методи (наприклад, імуноблотинг чи аналіз відбитків мультиантигенів). Серологічні дослідження були валідовані лише для невеликої кількості носіїв. Однак вони використовуються для діагностики Туберкульозу у південноамериканських верблюдів, вирощуваних в господарствах, собак, слонів, а також ряду диких тварин, що утримуються в неволі чи живуть на волі, заражених M. bovis, і у ластоногих, заражених M. pinnipedii. В одному зоопарку поступово назростаючі титри антитіл передували позитивним шкірним Туберкуліновим пробам в заражених M. bovis оленів (Equus hemionus onager) і джембоків (Oryx gazelle gazelle). Серологічні дослідження іноді можуть бути корисними для великої рогатої худоби чи кіз на пізніх стадіях Туберкульозу. Є кілька повідомлень про використання цих досліджень для моніторингу реакції на лікування (наприклад, у слонів). Перехресні реакції з іншими бактеріями, особливо мікобактеріями з навколишнього середовища, здатні ускладнити інтерпретацію дослідження.

Шкірні Туберкулінові проби здатні посилювати серологічні реакції в оленів і південноамериканських верблюдів, а поєднання цих досліджень може виявити заражених тварин, що не реагують на шкірну пробу. Ця методика потребує валідації для кожного виду тварин. Спроба використати його на слонах призвела до високого рівня хибнопозитивних реакцій.

Виявлення мікроорганізмів

У живих тварин мікобактерії комплексу M. tuberculosis іноді виявляють в ексудаті, біоптатах уражених тканин, мокротинні та інших секретах і виділеннях. Промивання хобота для збору мокротиння є рутинним діагностичним дослідженням у слонів, оскільки існує мало інших прижиттєвих досліджень у цього виду. Мокротиння також збирають у ластоногих, що утримуються в неволі й можуть бути заражені M. pinnipedii, а у левів та інших тварин іноді використовують рідину для бронхоальвеолярного лаважу. Найчастіше Туберкульоз підтверджується у зразках тканин з уражених органів, взятих під час розтину. Інфекція іноді може бути виявлена у тварин без видимих уражень. У великої рогатої худоби без видимих уражень рекомендований мінімальний зразок - це об'єднані лімфатичні вузли з голови та грудної клітки. Збір додаткових тканин може бути корисним. Нещодавнє дослідження показало, що у великої рогатої худоби без видимих уражень, яка була заражена шляхом проковтування, M. bovis частіше виявляється в черевних (наприклад, мезентеріальних) лімфатичних вузлах.

Попередній діагноз можна поставити за допомогою гістопатологічного дослідження та/або виявлення кислотостійких паличок у мазках з тканин, ексудату чи біологічних рідин. Деякі ураження містять велику кількість бактерій; в інших їх дуже мало. Концентраційні методи можуть збільшити шанс візуалізації мікроорганізмів.

Прямі мазки для мікроскопії можна фарбувати за Цілем-Нільсеном, флуоресцентними кислотами (наприклад, аураміном) чи імунопероксидазними методами. M. microti відрізняється тим, що у свіжих зразках палички можуть виглядати вигнутими. Ця характеристика зазвичай зникає після культивування.

Туберкульоз може бути підтверджений шляхом виділення збудника на селективних поживних середовищах, таких як модифіковані

Агар Міддлбрука 7H10 чи 7H11, а також середовище Стоунбрінка чи Лоуенштейна-Єнсена на основі яєць. Хоча іноді колонії можуть з'являтися вже через 2 тижні, середній час на твердих середовищах становить 4-5 тижнів, а для деяких зразків може знадобитися до 12 тижнів і більше. Відновлення відбувається швидше в автоматизованих системах культивування на рідкому бульйоні. Оскільки ці мікроорганізми, що повільно ростуть можуть обростати забруднювачами, зразки для культивування слід збирати якомога асептичніше. За необхідності, культивування може включати етап знезараження, коли зразки обробляють токсичним збудником, до якого представники комплексу M. tuberculosis є відносно стійкими (наприклад, хлорид цетилпіридинію, гідроксид натрію чи щавлева кислота). Однак дезінфекція також зменшує відновлення мікобактерій. Культивування не завжди є успішним у заражених тварин. Особливо важко виділити M. microti.

Ідентичність культивованого мікроорганізму можна підтвердити за допомогою біохімічних досліджень, ПЛР та інших генетичних методів (наприклад, комерційних ДНК-зондів; секвенування певних генів). Біохімічні методи є повільними та трудомісткими й можуть іноді давати неоднозначні результати, а молекулярним методам зазвичай надають перевагу, якщо вони доступні. Принаймні одне комерційне генетичне дослідження здатне розрізнити M. bovis, вакцинний штам M. bovis BCG, M. caprae, M. tuberculosis, M. africanum і M. microti. Однак він не може надійно диференціювати деякі мікроорганізми, такі як M. pinnipedii та M. africanum. Генетичні методи, такі як споліготипування, мультилокусне типування тандемних повторів зі змінною кількістю локусів (MLVA) чи секвенування всього геному, можуть бути використані в епідеміологічних цілях, наприклад, для відстеження спалахів.

Іноді ПЛР може ідентифікувати збудника безпосередньо в клінічних зразках. Перевагою цього методу є швидкість, а також він може бути корисним, коли мікроорганізми важко вирощувати. Однак він менш чутливий, ніж культуральний, якщо в зразку мало бактерій.

Вакцинація тварин можливе, але робиться рідко.

Лікування

Антибіотики використовуються для лікування деяких тварин, хворих на Туберкульоз, особливо домашніх і зоопаркових тварин. Однак слід пам'ятати про можливість клінічного поліпшення без бактеріологічного лікування. У деяких тварин, що спочатку реагували на лікування, згодом виникав рецидив, особливо при неадекватному лікуванні (наприклад, занадто короткому лікуванні чи застосуванні одного препарату). Ризик розсіювання мікроорганізмів, небезпека для людей (особливо якщо дихальні шляхи заражені чи мають дренажні ураження), а також потенційна можливість розвитку резистентності до ліків роблять лікування суперечливим. У деяких країнах лікування заборонено.

Мікобактерії комплексу M. tuberculosis не чутливі до багатьох поширених антибіотиків; їх можна лікувати лише обмеженою кількістю Туберкулоцидних препаратів. Лікування тварин, як правило, будується на основі успішних протоколів, що застосовуються у людей, і включає два чи більше препаратів, що приймаються одночасно впродовж декількох місяців. При виборі антибіотиків слід пам'ятати, що, за винятком рідкісних випадків, M. bovis має внутрішню стійкість до піразинаміду, поширеного препарату "першої лінії" для лікування Туберкульозу. Цей препарат, однак, може застосовуватися у тварин, заражених M. caprae. Один з протоколів лікування котів, що є надзвичайно чутливими до деяких загальновживаних Туберкулоцидних препаратів, поєднує рифампіцин, фторхінолон четвертого покоління, такий як прадофлоксацин, і кларитроміцин чи азитроміцин.

Хірургічне втручання іноді застосовується для видалення невеликих утворень, лікування Туберкульозу очей (наприклад, енуклеація) чи ампутації ураженого суглоба в поєднанні з Туберкулоцидними препаратами. Медикаментозне лікування, як видається, має погані результати у котів зі значним остеомієлітом чи ураженням суглобів.

Контроль

Звітування про захворювання

Ветеринари, які підозрюють, що тварина заражена представником комплексу M. tuberculosis, мають дотримуватися своїх державних та/або місцевих інструкцій щодо звітування про захворювання. Хоча більшість правил написані для M. bovis чи M. caprae у великої рогатої худоби, деякі країни передбачають, що про інших представників цього комплексу чи заражених домашніх тварин (наприклад, про хворих на Туберкульоз котів у Великобританії) також необхідно повідомляти. У США слід проконсультуватися з державними органами щодо правил.

Профілактика

Санітарія та дезінфекція, утримання на відкритому повітрі, а не в ув'язненні, а також уникнення скупченості здатні зменшити поширення Туберкульозу в стаді. Контроль за гризунами зменшує ризик того, що ці тварини здатні поширювати збудника. Утримання котів у приміщенні може допомогти захистити їх у районах, ендемічних щодо M. bovis, M. caprae чи M. microti. В ендемічних районах у ветеринарних лікарнях слід розглянути можливість застосування бар'єрних заходів догляду та Туберкулоцидних засобів для дезінфекції, якщо тварини мають ознаки, схожі на Туберкульоз.

Програми контролю зазвичай спрямовані на боротьбу з Туберкульозом великої рогатої худоби, але деякі програми можуть охоплювати й M. caprae. У рамках цих програм тварин періодично досліджують за допомогою Туберкулінової шкірної проби та/або інших аналізів. Якщо виявляють заражене стадо, реактори вилучають, а стадо поміщають на карантин до тих пір, поки всі тварини не отримають негативний результат дослідження. Там, де дослідження проводиться регулярно, більшість стад містить лише кілька заражених тварин. Реакторів, як правило, забивають, але деякі країни можуть спочатку застосовувати програми дослідження і сегрегації, а потім переходити до дослідження і забою. Цілі стада також можуть бути винищені, хоча це трапляється рідко. Коли ліквідація майже завершена, нагляд за забоєм з відстеженням заражених тварин може бути більш ефективним використанням ресурсів. Однак він є відносно нечутливим і може пропустити заражених тварин з незначними видимими ураженнями чи взагалі без них. Програми скринінгу іноді можуть включати інші види тварин, окрім великої рогатої худоби (наприклад, оленів, що вирощуються в господарствах); однак у більшості випадків ці тварини виявляються лише за допомогою пасивного нагляду чи епідеміологічних досліджень зараженої худоби.

Поява M. bovis і M. caprae у водоймах дикої природи ускладнює зусилля з ерадикації. Передачу інфекції від цих тварин до худоби можна зменшити за допомогою заходів біозахисту, таких як бар'єри для диких тварин навколо місць зберігання кормів чи суцільні металеві бар'єри та ворота, щоб не допустити борсуків у загони для великої рогатої худоби. Деякі країни також запровадили програми контролю, спрямовані на основних господарів. Вибракування може знизити щільність їх популяції нижче рівня, необхідного для підтримки передачі. Однак кожна ситуація має оцінюватися індивідуально, оскільки вибракування може мати непередбачувані наслідки, якщо воно заохочує заражених тварин до розсіювання. Програми відлову і дослідження з випуском незаражених тварин іноді застосовуються для борсуків і африканських буйволів. Деякі програми контролю включають заборону на годування оленів і лосів, щоб зменшити передачу інфекції між тваринами, що скупчуються, і перешкоджати передачі інфекції фомітами. Ліквідація мікроорганізм, що зустрічаються переважно в дикій природі, таких як M. pinnipedii, M. orygis і M. microti, є недоцільною.

Вакцини, в тому числі ті, що містять штам Bacillus Calmette Guerin (БЦЖ) M. bovis, оцінюються на предмет можливого використання для домашньої худоби та оленів, що вирощуються в господарствах, а також як допоміжний засіб для боротьби з Туберкульозом у водоймах дикої природи. Опубліковані аналізи вивільнення ІФН-γ та шкірні Туберкулінові дослідження, що дозволяють відрізнити вакциновану БЦЖ худобу від тварин, заражених M. bovis. Станом на 2019 рік єдиною ліцензованою вакциною є парентеральна вакцина БЦЖ для борсуків у Великобританії. У деяких програмах контролю борсуків з негативним результатом вакцинації вакцинують перед випуском.

Захворюваність і смертність

Можливі наслідки після контакту з представником комплексу M. tuberculosis включають ліквідацію мікроорганізмів імунною системою, персистуючу безсимптомну інфекцію з обмеженими ураженнями чи без них, чи розвиток хронічної хвороби, яка в кінцевому підсумку призводить до летального результату. Деякі субклінічно заражені тварини хворіють лише в разі виснаження, стресу чи в похилому віці. Існують також повідомлення про зникнення уражень, спричинених M. bovis, в експериментально заражених тварин, з ліквідацією мікроорганізмів чи без неї; однак вважається, що це трапляється рідко. Фактори, що здатні впливати на результат інфекції, включають вид тварини, вид мікобактерії, дозу мікроорганізмів, місце вакцинації та загальний стан здоров'я людини. Клінічні випадки також здаються важчими у молодих тварин. Генетична стійкість до M. bovis була виявлена у деяких носіїв, включаючи велику рогату худобу, оленів та африканських буйволів, що розводяться в господарствах. Повідомляється, що велика рогата худоба зебу (Bos indicus) більш стійка до Туберкульозу великої рогатої худоби, ніж ангольська чи голштинська породи Bos taurus.

Mycobacterium bovis

У двох дослідженнях передачі M. bovis серед природно зараженої великої рогатої худоби реакція на Туберкулін була позитивною у 0-40% сприйнятливих контактів, а у 0-10% розвинулися тяжкі ураження. Вважається, що вівці більш стійкі до M. bovis, ніж велика рогата худоба чи кози, але недостатня діагностика може бути проблемою, оскільки кількість повідомлень про Туберкульоз в овець, здається, зростає. Можливо, що управління (наприклад, менш інтенсивне вирощування) чи поведінка допомагають захистити овець від зараження. Кролики також здаються відносно стійкими; більшість клінічних випадків були зареєстровані у тварин, що перебували в сильно забрудненому середовищі.

Туберкульоз свиней, коней, котів і собак регулярно спостерігався у першій половині 20 століття, коли частіше зустрічалися заражені тварини зі значними ураженнями. В останні роки повідомлялося лише про поодинокі випадки захворювання собак і коней. Під час одного нещодавнього спалаху в робочому розпліднику англійських фоксхаундів було заражено приблизно 8% собак, і 8 з 14 заражених собак захворіли. Тхори, морські свинки та коти є відносно сприйнятливими до M. bovis. Свого часу, за оцінками, у Швейцарії було заражено 7% котів, а в Пенсильванії - близько половини котів, що контактували з зараженими стадами великої рогатої худоби. Пізніше, у 1970-х роках, швейцарське дослідження виявило ознаки Туберкульозу у 0,2% котячих трупів. Однак, згідно з останніми повідомленнями, не було виявлено жодного зараженого кота в господарстві, небезпечних щодо Туберкульозу великої рогатої худоби в Мічигані чи Великобританії, ймовірно, тому, що кількість зараженої худоби була низькою, а ураження не було масштабним. У Великій Британії більшість випадків Туберкульозу у котів зараз припадає на заражених гризунів та інших диких тварин. Випадки інфекції у домашніх котів, ймовірно, є наслідком контакту з іншими зараженими котами чи людьми в домогосподарстві. У кількох нещодавніх випадках причиною зараження був комерційний сирий корм з олениною. Більшість котів, хворих на Туберкульоз, не заражені імуносупресивними вірусами й раніше були здоровими.

Рівень зараження M. bovis у диких тварин, що є побічними чи основними носіями, зазвичай коливається від ≤ 5% до 20%, але є повідомлення про локальні кластери з вищим рівнем поширеності. Висока щільність тварин, соціальні структури, що сприяють контактам між окремими особами, та штучна концентрація тварин (наприклад, додаткова годівля оленів) підвищують ймовірність того, що вид буде підтримувати M. bovis. Розповсюджені носії іноді діють як тимчасові резервуари, що здатні перезаразити основних носіїв.

Інші мікроорганізми

Дослідження M. caprae обмежені, але багато аспектів його захворюваності та смертності, ймовірно, подібні до M. bovis. Деякі дані свідчать про те, що M. caprae, як правило, менш вірулентний, ніж M. bovis у кіз, хоча він також може викликати важкі захворювання. Вважається, що M. pinnipedii широко поширений серед ластоногих, а M. microti - серед деяких популяцій диких гризунів. Серед домашніх тварин клінічні випадки та ураження, спричинені M. microti, відносно часто реєструються у котів та диких свиней, а також спорадично чи рідко у деяких ссавців, таких як велика рогата худоба. Ці мікроорганізми складні для культивування і може бути недодіагностований. За деякими даними, Туберкульоз у котів, спричинений M. microti, протікає легше, ніж M. bovis.

Інкубаційний період у людини

Системні ознаки здатні розвинутися через місяці чи роки після контакту з людиною, чи ж інфекція може залишатися латентною до багатьох років, коли ослаблення імунітету дозволить мікроорганізмам реактивуватися. Туберкульозний шанкр, тип ураження шкіри, зазвичай з'являється через 2-4 тижні після шкірного контакту.

Клінічні ознаки

У людини Туберкульоз характеризується неспецифічними ознаками, такими як лихоманка, нездужання і втрата ваги, а також різними симптомами, спричиненими ураженням лімфатичних вузлів, легенів, шкіри, кісток, суглобів, сечостатевої системи, кишкового тракту, ЦНС та/або інших рідше уражених ділянок. В одному незвичайному випадку, спричиненому M. bovis, первинною ознакою інфекції був абсцес зуба. Ураження легень, що супроводжується лихоманкою, хронічною втратою ваги, кашлем, болем у грудях та кровохарканням, є поширеним явищем у людей, заражених антропонозним мікроорганізмом M. tuberculosis, який зазвичай передається інгаляційним шляхом. Оскільки зоонозні мікроорганізми часто потрапляють до організму через їжу, багато з цих випадків мають тенденцію до ураження позалегеневих ділянок. Шийна лімфаденопатія яремно-піднебінних (тонзилярних) і преаурикулярних лімфатичних вузлів є поширеним явищем у дітей, які п'ють заражене молоко. Ці вузли іноді нагноюються і зливаються зі шкірою, що призводить до хронічних уражень шкіри. Ураження легень є поширеним явищем, коли зоонозні мікобактерії спричиняють дисеміновану хворобу чи реактивацію латентних інфекцій. Це також може спостерігатися при вдиханні зоонозних мікроорганізмів.

Ураження шкіри, що виникають у деяких випадках Туберкульозу, мають різні назви (наприклад, скрофулодермія, червоний вовчак) залежно від їхнього зовнішнього вигляду, походження та типового перебігу. Вони можуть виникати внаслідок безпосереднього потрапляння мікроорганізмів під шкіру чи внаслідок поширення інфекції з іншого місця. Деякі з них також спричинені реакціями гіперчутливості до невеликої кількості мікроорганізмів у кровоносних судинах шкіри. Шкірні ураження можуть виглядати як папули, виразки та/або гнійні ураження; м'які желатинові бляшки з центральною атрофією; червонувато-коричневі підшкірні вузлики, що поступово збільшуються; чи вегетативні ураження, що можуть нагадувати пухлину. Одна з поширених локалізованих форм Туберкульозу, яка називається tuberculosis verrucosa cutis чи "бородавка м'ясника", виникає внаслідок безпосереднього потрапляння мікобактерії в шкіру, найчастіше на кінцівках, і зазвичай виглядає як одна чи кілька безболісних горбистих вузликів, чи горбистих туберкул. Порізаний Туберкульоз зазвичай розвивається повільно, зазвичай не поширюється на лімфатичні вузли чи інші органи й має тенденцію до самообмеження. Інша локалізована форма називається Туберкульозний шанкр, який виглядає як неглибока, безболісна, трофічна виразка, може спонтанно регресувати, персистувати чи еволюціонувати в інші форми, а іноді поширюється на інші частини тіла.

Захворювання ЦНС та дисемінований Туберкульоз є особливо важкими формами Туберкульозу. Пацієнти із захворюваннями ЦНС можуть мати менінгіт, менінгоенцефаліт чи вогнищеву інфекцію, із залученням чи без залучення інших органів. Хронічний менінгіт, найпоширеніша форма захворювання ЦНС, має підступний початок і найчастіше спостерігається у маленьких дітей, людей з ослабленим імунітетом і літніх людей. Про менінгоенцефаліт повідомлялося в будь-якому віці, і стан пацієнтів може швидко погіршуватися. Дисемінована форма захворювання зазвичай вражає як легеневі, так і позалегеневі органи, а іноді включає поширені ураження шкіри. Пацієнти з цією формою Туберкульозу важко хворіють і можуть померти незабаром після появи клінічних ознак. Дисемінований Туберкульоз особливо поширений серед пацієнтів з ослабленим імунітетом, а також має підвищену захворюваність серед дітей раннього віку.

Діагностичні дослідження

Для діагностики Туберкульозу у людей використовують шкірні Туберкулінові проби, аналіз вивільнення ІФН-γ, пряму мікроскопію для виявлення кислотостійких бацил, культуральне дослідження, а також ПЛР чи інші аналізи нуклеїнових кислот у поєднанні з візуалізаційними дослідженнями, такими як рентген грудної клітки. У людей дослідження, які оцінюють імунну відповідь, інтерпретуються в поєднанні з даними про реплікацію бактерій і захворювання. На відміну від тварин, діагноз не є бінарною оцінкою того, заражена людина чи ні, а також враховує такі можливості, як латентна інфекція чи вплив без персистенції бактерії. Вакцинація БЦЖ чи сенсибілізація шляхом періодичного шкірного дослідження може ускладнити інтерпретацію деяких досліджень на КМІ. Порівняльні дослідження, що оцінюють імунну відповідь на мікобактерії з навколишнього середовища, застосовуються у людей дуже рідко.

Лабораторії людської діагностики іноді використовують системи на основі ПЛР для скринінгу зразків мокротиння на Туберкульоз, як у звичайному режимі, так і тоді, коли вони містять кислотостійкі бактерії. Ці дослідження є більш чутливими, ніж мікроскопічне дослідження зразка, але менш чутливими, ніж культуральне дослідження. Зоонозні мікобактерії, що часто викликають позалегеневий Туберкульоз, не завжди виявляються в мокротинні. Діагностичне дослідження на Туберкульоз у людей не обов'язково ідентифікує вид мікроорганізму, окрім належності до комплексу M. tuberculosis. Це особливо характерно для деяких бідних країн, де для діагностики широко використовують кислотостійкі мазки, а культура може бути недоступною. Неможливість ідентифікувати M. bovis може вплинути на ефективність лікування.

Лікування

До препаратів першої лінії для лікування Туберкульозу у людей зазвичай належать рифампіцин, ізоніазид та піразинамід; інші препарати (другої лінії) застосовуються для лікування резистентних до них ізолятів. Зрідка виявляють мультирезистентні штами M. bovis (визначені як стійкі щонайменше до ізоніазиду та рифампіцину), а також кілька штамів, стійких до препаратів другого ряду. Вважається, що антибіотикорезистентні штами M. bovis здебільшого виникають під час лікування Туберкульозу у людей, а не циркулюють серед тварин.

Активний Туберкульоз зазвичай лікується впродовж щонайменше 6 місяців двома чи більше препаратами, що застосовуються одночасно. Стандартне лікування Туберкульозу першої лінії для M. tuberculosis зазвичай можна застосовувати для випадків, спричинених M. caprae; однак M. bovis має внутрішню резистентність до піразинаміду, і рекомендована тривалість лікування для цього мікроорганізму наразі становить 9 місяців. Дотримання рекомендацій може бути проблемою, і деякі дослідники вивчають, чи будуть ефективними коротші періоди лікування. Для деяких ізольованих форм Туберкульозу, таких як шкірна форма, іноді може розглядатися хірургічне втручання.

Профілактика

Ризик зараження зоонозним Туберкульозом можна зменшити, контролюючи мікобактерії Туберкульозу серед домашніх тварин. Пастеризація знищує мікобактерії Туберкульозу в молочних продуктах. Ретельна кулінарна обробка м'яса та інших тваринних тканин є ефективною, проте деякі мікроорганізми здатні виживати в недовареному (наприклад, рідкісному) м'ясі. Туші з ураженнями не можна вживати в їжу. Люди, які мають працювати з зараженими тваринами чи їхніми тканинами, мають використовувати рукавички та інші засоби індивідуального захисту (ЗІЗ), включаючи захист органів дихання, якщо аерозолі здатні бути небезпечними. Будь-які відкриті рани мають бути закриті. Мисливці також мають використовувати ЗІЗ у місцях, де дикі тварини можуть бути заражені. Використання шлангів високого тиску для очищення тваринницьких приміщень пов'язане з деякими інфекціями, ймовірно, через аерозольні бактерії.

У деяких країнах немовлятам вводять вакцину БЦЖ, яка містить ослаблений штам M. bovis. Вона може захистити дітей раннього віку від важкої форми Туберкульозу, особливо дисемінованої форми та ураження ЦНС; однак її ефективність відрізняється у різних людей, захист слабшає на початку підліткового віку, а ревакцинація, схоже, не є корисною. Очікується, що вакцина БЦЖ захистить від M. bovis, а також від M. tuberculosis.

Захворюваність і смертність

M. bovis

Сучасні уявлення про Туберкульоз людини свідчать про те, що в деяких випадках мікобактерії виводяться з організму через кілька тижнів, тоді як в інших випадках вони здатні розмножуватися з клінічними проявами чи без них, чи ж формувати латентну інфекцію. Заражені особи можуть переходити між цими станами. Типовий перебіг подій полягає в тому, що непомітні інфекції стають симптоматичними чи латентні інфекції виникають повторно, коли імунітет слабшає. Однак можливе також спонтанне поліпшення чи одужання, навіть після розвитку клінічних ознак. Хоча даних щодо M. bovis немає, приблизно 5-10% людей, заражених M. tuberculosis, хворіють впродовж перших 2 років. Ризик реактивації латентної інфекції M. tuberculosis становить 5-10% у здорових людей впродовж життя і близько 10% на рік, якщо у людини значно ослаблений імунітет.

У здорових людей клінічний Туберкульоз часто є хворобою з повільним розвитком і низьким рівнем смертності, якщо його лікувати. Однак дисемінований Туберкульоз та ураження ЦНС частіше призводять до летального результату. У невеликій кількості досліджень рівень смертності при різних формах Туберкульозу ЦНС становив 18-72%, а близько третини пацієнтів, що вижили, мали постійні неврологічні порушення. Рівень смертності також підвищений у людей з ослабленим імунітетом, незалежно від того, чи є у них лікування, а також у дітей раннього віку. Дитяча смертність від Туберкульозу в останні роки становила близько 1%. Однак без лікування, згідно з історичними звітами, смертність від Туберкульозу становить 22% серед усіх дітей і 44% серед дітей у віці до 5 років. Лише кілька досліджень спеціально вивчали смертність від Туберкульозу, спричиненого M. bovis. Щонайменше у двох дослідженнях смертність від Туберкульозу, спричиненого цим мікроорганізмом, виявилася вищою у пацієнтів, заражених M. bovis, ніж M. tuberculosis; однак характеристики пацієнтів, включаючи супутні захворювання, могли бути непорівнянними. У двох дослідженнях було виявлено, що рівень смертності серед людей з неконтрольованою ВІЛ-інфекцією та Туберкульозом, спричиненим M. bovis, становив 10-14%.

До груп підвищеного ризику зараження M. bovis належать фермери, працівники боєнь, ветеринари, працівники зоопарків та інші особи, які можуть мати справу з зараженими тваринами чи тканинами, а також ті, хто п'є непастеризоване молоко. Захворюваність на Туберкульоз, спричинений цим мікроорганізмом, недостатньо вивчена, оскільки збудник не завжди ідентифікується. Вважалося, що приблизно 25-30% усіх випадків Туберкульозу були викликані M. bovis до появи пастеризації молока та програм боротьби з Туберкульозом великої рогатої худоби, в той час, коли тісний контакт з худобою також був більш поширеним. Новіші дослідження показують, що цей мікроорганізм є причиною від <1% до 5-10% чи більше випадків Туберкульозу в різних країнах, і, як правило, <2% випадків у розвинених країнах з ефективними програмами боротьби з Туберкульозом великої рогатої худоби (наприклад, приблизно 230 випадків у США щороку). В ендемічних районах клінічні випадки особливо поширені серед дітей, які є більш сприйнятливими, ніж дорослі, і можуть контактувати з M. bovis у непастеризованих молочних продуктах. Однак більшість випадків у розвинених країнах зараз спостерігається у людей похилого віку чи з ослабленим імунітетом, внаслідок реактивації інфекції, набутих у дитинстві, а також в іммігрантів з ендемічних регіонів. Невеликі скупчення збудника інфекції M. bovis, схоже, спричинені передачею від людини до людини, особливо серед людей, які перебувають у тісному контакті (наприклад, у сім'ях). У цих випадках постраждали як здорові люди, так і ті, хто має ослаблений імунітет.

Мікроорганізми, відмінні від M. bovis

M. caprae рідко зустрічається у людей, але він може становити значну частину випадків зоонозів, де M. bovis контролюється. У Європі ці мікроорганізми були відповідальними за <1% до 70% випадків Туберкульозу в різних дослідженнях. Фактори ризику схожі на фактори ризику для M. bovis, і як кози, так і велика рогата худоба були пов'язані з зараженням людей. Вважається, що клінічні випадки, спричинені M. microti та M. pinnipedii, у людей зустрічаються рідко. Однак інфекції, спричинені M. microti, можуть бути недодіагностовані, оскільки ці мікроорганізми поширені серед диких гризунів у деяких регіонах, але його складно культивувати, а клінічна підозра є низькою.

Інтернет-ресурси

• Канадське агентство з контролю за харчовими продуктами. Туберкульоз великої рогатої худоби
• Центри з контролю й профілактики хвороб, США. Туберкульоз
• Європейський центр контролю й профілактики хвороб. Туберкульоз
• Референс-лабораторія Європейського Союзу. Велика рогата худоба Туберкульоз
• Мічиганський проект з ліквідації Туберкульозу великої рогатої худоби
• Агентство здоров'я Канади. Безпека патогенів Паспорти безпеки та оцінка ризиків
• Світова організація здоров'я тварин (СОЗТ)
• СОЗТ Посібник з діагностичних досліджень для водних тварин
• Кодекс здоров'я водних тварин СОЗТ
• Міністерство сільського господарства, тваринництва й рослинництва США
• Служба санітарної інспекції (USDA APHIS) Державна програма ліквідації Туберкульозу
• Світова організація здоров'я. Туберкульоз

Подяки

Цей інформаційний бюлетень написала Анна Ровід Спіклер, DVM, Кандидат ветеринарних наук, ветеринарний спеціаліст Центру продовольства безпека й здоров'я. Служба інспектування стану здоров'я тварин і рослин (USDA APHIS) Міністерства закордонних справ США надала фінансування для цього інформаційного бюлетеня в рамках низки угод про співпрацю, пов'язаних з розробкою ресурсів для початкового навчання з акредитації.

Для цитування цього інформаційного бюлетеня можна використовувати наступний формат. Спіклер, Анна Ровід. 2019. Зоонозний Туберкульоз. Отримано з http://www.cfsph.iastate.edu/DiseaseInfo/factsheets.php.

Посилання

• Aiello SE, Moses MA, editors. The Merck veterinary manual. 11th ed. Kenilworth, NJ: Merck and Co; 2016. Tuberculosis and other mycobacterial infections. p. 687-92.
• Akkerman O, van der Loo K, Nijmeijer D, van der Werf T, Mulder B, Kremer K, van Soolingen D, van der Zanden A. Mycobacterium bovis infection in a young Dutch adult: transmission from an elderly human source? Med Microbiol Immunol. 2012;201(3):397-400.
• Albernaz TT, Oliveira CM, Lima DH, da Silva e Silva N, Cardoso DP, Lopes CT, Brito Mde F, da Silva JB, Salvarani FM, Leite RC, Barbosa JD. Comparison of the tuberculin test, histopathological examination, and bacterial culture for the diagnosis of tuberculosis (Mycobacterium bovis) in buffaloes (Bubalus bubalis) in Brazil. Trop Anim Health Prod. 2015;47(6):1153-9.
• Allen AR, Minozzi G, Glass EJ, Skuce RA, McDowell SW, Woolliams JA, Bishop SC. Bovine tuberculosis: the genetic basis of host susceptibility. Proc Biol Sci. 2010;277(1695):2737-45.
• Amato B, Capucchio TM, Biasibetti E, Mangano E, Boniotti BM, Pacciarini LM, Migliore S, Vitale M, Fiasconaro M, Di Marco Lo Presti V. Pathology and genetic findings in a rare case of Mycobacterium caprae infection in a sow. Vet Microbiol. 2017;205:71-4.
• Amato B, Mignacca SA, Pacciarini ML, Vitale M, Antoci S, Cucinotta S, Puleio R, Biasibetti E, Fiasconaro M, Capucchio MT, Di Marco Lo Presti V. An outbreak of bovine tuberculosis in a fallow deer herd (Dama dama) in Sicily. Res Vet Sci. 2016;106:116-20.
• Aranaz A, Liébana E, Gómez-Mampaso E, Galán JC, Cousins D, Ortega A, Blázquez J, Baquero F, Mateos A, Súarez G, Domínguez L. Mycobacterium tuberculosis subsp. caprae subsp. nov.: a taxonomic study of a new member of the Mycobacterium tuberculosis complex isolated from goats in Spain. Int J Syst Bacteriol. 1999;49 Pt 3:1263-73.
• Ameni G, Tafess K, Zewde A, Eguale T, Tilahun M, Hailu T, Sirak A, Salguero FJ, Berg S, Aseffa A, Hewinson RG, Vordermeier HM. Vaccination of calves with Mycobacterium bovis Bacillus Calmette-Guerin reduces the frequency and severity of lesions of bovine tuberculosis under a natural transmission setting in Ethiopia. Transbound Emerg Dis. 2018 ;65(1):96-104.
• Animal Health Australia. The National Animal Health Information System [NAHIS]. Bovine tuberculosis [online]. NAHIS; 2001 Oct. Available at: http://www.aahc.com.au/nahis/disease/ dislist.asp. * Accessed 2 Nov 2001.
• Banos G, Winters M, Mrode R, Mitchell AP, Bishop SC, Woolliams JA, Coffey MP. Genetic evaluation for bovine tuberculosis resistance in dairy cattle. J Dairy Sci. 2017;100(2):1272-81.
• Barbier E, Rochelet M, Gal L, Boschiroli ML, Hartmann A. Impact of temperature and soil type on Mycobacterium bovis survival in the environment. PLoS One. 2017;12(4):e0176315.
• Barnett JE, Booth P, Brewer JI, Chanter J, Cooper T, Crawshaw T, Davison NJ, Greenwood A, Riley P, Smith NH, Wessels M. Mycobacterium bovis infection in a grey seal pup (Halichoerus grypus). Vet Rec. 2013;173(7):168.
• Barron MC, Pech RP, Whitford J, Yockney IJ, de Lisle GW, Nugent G. Longevity of Mycobacterium bovis in brushtail possum (Trichosurus vulpecula) carcasses and contact rates between possums and carcasses. N Z Vet J. 2011;59(5): 209-17.
• Bennett AD, Lalor S, Schwarz T, Gunn-Moore DA. Radiographic findings in cats with mycobacterial infections. J Feline Med Surg. 2011;13(10):718-24.
• Best M, Sattar SA, Springthorpe VS, Kennedy ME. Efficacies of selected disinfectants against Mycobacterium tuberculosis. J Clin Microbiol. 1990;28(10):2234-9.
• Bezos J, Alvarez J, de Juan L, Romero B, Rodríguez S, Fernández-de-Mera IG, Hewinson RG, Vordermeier M, Mateos A, Domínguez L, Aranaz A. Assessment of in vivo and in vitro tuberculosis diagnostic tests in Mycobacterium caprae naturally infected caprine flocks. Prev Vet Med. 2011;100(3-4):187-92.
• Bezos J, Alvarez J, Romero B, Aranaz A, Juan L. Tuberculosis in goats: assessment of current in vivo cell-mediated and antibody-based diagnostic assays. Vet J. 2012 ;191(2):161-5.
• Bezos J, Casal C, Díez-Delgado I, Romero B, Liandris E, Álvarez J, Sevilla IA, Juan Ld, Domínguez L, Gortázar C. Goats challenged with different members of the Mycobacterium tuberculosis complex display different clinical pictures. Vet Immunol Immunopathol. 2015;167(3-4):185-9.
• Bezos J, Casal C, Romero B, Schroeder B, Hardegger R, Raeber AJ, López L, Rueda P, Domínguez L. Current ante-mortem techniques for diagnosis of bovine tuberculosis. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl: S44-52.
• Bezos J, Marqués S, Álvarez J, Casal C, Romero B, Grau A, Mínguez O, Domínguez L, de Juan L. Evaluation of single and comparative intradermal tuberculin tests for tuberculosis eradication in caprine flocks in Castilla y León (Spain). Res Vet Sci. 2014;96(1):39-46.
• Bezos J, Roya A, Infantes-Lorenzo JA, González I, Venteo A, Romero B, Grau A, Mínguez O, Domínguez Lucía de Juana L. The use of serological tests in combination with the intradermal tuberculin test maximizes the detection of tuberculosis infected goats. Vet Immunol Immunopathol. 2018; 199:43-52.
• Biberstein EL, Holzworth J. Tuberculosis. In: Holzworth J, editor. Diseases of the cat. Philadelphia: WB Saunders; 1987. p. 284-6.
• Broughan JM, Crawshaw TR, Downs SH, Brewer J, Clifton-Hadley RS. Mycobacterium bovis infections in domesticated non-bovine mammalian species. Part 2: A review of diagnostic methods. Vet J. 2013;198(2):346-51.
• Broughan JM, Downs SH, Crawshaw TR, Upton PA, Brewer J, Clifton-Hadley RS. Mycobacterium bovis infections in domesticated non-bovine mammalian species. Part 1: Review of epidemiology and laboratory submissions in Great Britain 20042010. Vet J. 2013;198(2):339-45.
• Brüns AC, Tanner M, Williams MC, Botha L, O'Brien A, Fosgate GT, van Helden PD, Clarke J, Michel AL. Diagnosis and implications of Mycobacterium bovis infection in banded mongooses (Mungos mungo) in the Kruger National Park, South Africa. J Wildl Dis. 2017 ;53(1):19-29.
• Buddle BM, de Lisle GW, Griffin JF, Hutchings SA. Epidemiology, diagnostics, and management of tuberculosis in domestic cattle and deer in New Zealand in the face of a wildlife reservoir. N Z Vet J. 2015;63 Suppl 1:19-27.
• Buddle BM, Parlane NA, Wedlock DN, Heiser A. Overview of vaccination trials for control of tuberculosis in cattle, wildlife and humans. Transbound Emerg Dis. 2013;60 Suppl 1:136-46.
• Buddle BM, Vordermeier HM, Chambers MA (2), de Klerk-Lorist LM. Efficacy and safety of BCG vaccine for control of tuberculosis in domestic livestock and wildlife. Front Vet Sci. 2018; 5:259.
• Busch F, Bannerman F, Liggett S, Griffin F, Clarke J, Lyashchenko KP, Rhodes S. Control of bovine tuberculosis in a farmed red deer herd in England. Vet Rec. 2017;180(3):68.
• Buss BF, Keyser-Metobo A, Rother J, Holtz L, Gall K, Jereb J, Murphy CN, Iwen PC, Robbe-Austerman S, Holcomb MA, Infield P. Possible airborne person-to-person transmission of Mycobacterium bovis - Nebraska 2014-2015. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2016;65(8):197-201.
• Butler KL, Fitzgerald SD, Berry DE, Church SV, Reed WM, Kaneene JB. Experimental inoculation of European starlings (Sturnus vulgaris) and American crows (Corvus brachyrhynchos) with Mycobacterium bovis. Avian Dis. 2001;45:709-18.
• Byrom AE, Caley P, Paterson BM, Nugent G. Feral ferrets (Mustela furo) as hosts and sentinels of tuberculosis in New Zealand. N Z Vet J. 2015;63 Suppl 1:42-53.
• Campbell TA, Long DB, Bazan LR, Thomsen BV, RobbeAusterman S, Davey RB, Soliz LA, Swafford SR, VerCauteren KC. Absence of Mycobacterium bovis in feral swine (Sus scrofa) from the southern Texas border region. J Wildl Dis. 2011;47(4):974-8.
• Cassidy JP. The pathogenesis and pathology of bovine tuberculosis with insights from studies of tuberculosis in humans and laboratory animal models. Vet Microbiol. 2006; 112 151-61.
• Cavanagh R, Begon M, Bennett M, Ergon T, Graham IM, De Haas PE, Hart CA, Koedam M, Kremer K, Lambin X, Roholl P, Soolingen Dv Dv. Mycobacterium microti infection (vole tuberculosis) in wild rodent populations. J Clin Microbiol. 2002;40(9):3281-5.
• Černá P, O'Halloran C, SjatkovskaJ O, Gunn-Moore DA. Outbreak of tuberculosis caused by Mycobacterium bovis in a cattery of Abyssinian cats in Italy. Transbound Emerg Dis. 2019 ;66(1):250-8.
• Chambers MA. Review of the diagnosis and study of tuberculosis in non-bovine wildlife species using immunological methods. Transbound Emerg Dis. 2009;56(6-7):215-27.
• Christie LJ, Loeffler AM, Honarmand S, Flood JM, Baxter R, Jacobson S, Alexander R, Glaser CA. Diagnostic challenges of central nervous system tuberculosis. Emerg Infect Dis. 2008;14(9):1473-5.
• Churchyard G, Kim P, Shah NS, Rustomjee R, Gandhi N, Mathema B, Dowdy D, Kasmar A, Cardenas V.What we know about tuberculosis transmission: an overview. J Infect Dis. 2017;216(suppl_6): S629-S635.
• Clarke KA, Fitzgerald SD, Zwick LS, Church SV, Kaneene JB, Wismer AR, Bolin CA, Hattey JA, Yuzbasiyan-Gurkan V. Experimental inoculation of meadow voles (Microtus pennsylvanicus), house mice (Mus musculus), and Norway rats (Rattus norvegicus) with Mycobacterium bovis. J Wildl Dis. 2007; 43:353-65.
• Clarke KR, Fitzgerald SD, Hattey JA, Bolin CA, Berry DE, Church SV, Reed WM. Experimental inoculation of wild turkeys (Meleagris gallopavo) with Mycobacterium bovis. Avian Dis. 2006; 50:131-4.
• Corcoran JP, Hallifax RJ, Bettinson HV, Psallidas I, Rahman NM. Tuberculous pleuritis secondary to Mycobacterium bovis in a veterinarian. Clin Respir J. 2016;10(4):500-3.
• Corner LA. The role of wild animal populations in the epidemiology of tuberculosis in domestic animals: How to assess the risk. Vet Microbiol. 2006; 112:303-12.
• Corner LA, Gormley E, Pfeiffer DU. Primary isolation of Mycobacterium bovis from bovine tissues: conditions for maximising the number of positive cultures. Vet Microbiol. 2012;156(1-2):162-71.
• Corner LA, Murphy D, Gormley E. Mycobacterium bovis infection in the Eurasian badger (Meles meles): the disease, pathogenesis, epidemiology and control. J Comp Pathol. 2011;144(1):1-24.
• Cousins DV. Mycobacterium bovis infection and control in domestic livestock. Rev Sci Tech. 2001; 20:71–85.
• Cousins DV, Bastida R, Cataldi A, Quse V, Redrobe S, et. al. Tuberculosis in seals caused by a novel member of the Mycobacterium tuberculosis complex: Mycobacterium pinnipedii sp. nov. Int J Syst Evol Microbiol. 2003;53(Pt 5):1305-14.
• Cousins DV, Florisson N. A review of tests available for use in the diagnosis of tuberculosis in non-bovine species. Rev Sci Tech. 2005;24:1039-59.
• Dalla Costa ER, Vasconcelos SE, Esteves LS, Gomes HM, Gomes LL, et al. Multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis of the Latin American Mediterranean lineage, wrongly identified as Mycobacterium pinnipedii (spoligotype international type 863 [SIT863]), causing active tuberculosis in South Brazil. J Clin Microbiol. 2015;53(12):3805-11.
• Dawson KL, Bell A, Kawakami RP, Coley K, Yates G, Collins DM. Transmission of Mycobacterium orygis (M. tuberculosis complex species) from a tuberculosis patient to a dairy cow in New Zealand. J Clin Microbiol. 2012;50(9):3136-8.
• Deforges L, Boulouis HJ, Thibaud JL, Boulouha L, Sougakoff W, Blot S, Hewinson G, Truffot-Pernot C, Haddad N. First isolation of Mycobacterium microti (Llama-type) from a dog. Vet Microbiol. 2004;103(3-4):249-53.
• De Garine-Wichatitsky M, Caron A, Kock R, Tschopp R, Munyeme M, Hofmeyr M, Michel A. A review of bovine tuberculosis at the wildlife-livestock-human interface in subSaharan Africa. Epidemiol Infect. 2013;141(7):1342-56.
• de Jong E, Rentenaar RJ, van Pelt R, de Lange W, Schreurs W, van Soolingen D, Sturm PD. Two cases of Mycobacterium microti-induced culture-negative tuberculosis. J Clin Microbiol. 2009;47(9):3038-40.
• de Kantor IN, LoBue PA, Thoen CO. Human tuberculosis caused by Mycobacterium bovis in the United States, Latin America and the Caribbean. Int J Tuberc Lung Dis. 2010;14(11): 1369-73.
• de Kantor IN, Ritacco V. An update on bovine tuberculosis programmes in Latin American and Caribbean countries. Vet Microbiol. 2006; 112:111-8.
• Delahay RJ, Smith GC, Barlow AM, Walker N, Harris A, CliftonHadley RS, Cheeseman CL. Bovine tuberculosis infection in wild mammals in the southwest region of England: a survey of prevalence and a semi-quantitative assessment of the relative risks to cattle. Vet J. 2007;173(2):287-301.
• de Val Pérez B, López-Soria S, Nofrarías M, Martín M, Vordermeier HM, Villarreal-Ramos B, Romera N, Escobar M, Solanes D, Cardona PJ, Domingo M. Experimental model of tuberculosis in the domestic goat after endobronchial infection with Mycobacterium caprae. Clin Vaccine Immunol. 2011;18(11):1872-81.
• Dias MF, Bernardes Filho F, Quaresma MV, Nascimento LV, Nery JA, Azulay DR. Update on cutaneous tuberculosis. An Bras Dermatol. 2014;89(6):925-38.
• Di Marco V, Mazzone P, Capucchio MT, Boniotti MB, Aronica V, Russo M, Fiasconaro M, Cifani N, Corneli S, Biasibetti E, Biagetti M, Pacciarini ML, Cagiola M, Pasquali P, Marianelli C. Epidemiological significance of the domestic black pig (Sus scrofa) in maintenance of bovine tuberculosis in Sicily. J Clin Microbiol. 2012;50(4):1209-18.
• Domingo M, Vidal E, Marco A. Pathology of bovine tuberculosis. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl: S20-9.
• Drain PK, Bajema KL, Dowdy D, Dheda K, Naidoo K, Schumacher SG, Ma S, Meermeier E, Lewinsohn DM, Sherman DR. Incipient and subclinical tuberculosis: a clinical review of early stages and progression of infection. Clin Microbiol Rev. 2018;31(4). pii: e00021-18.
• Drewe JA, Foote AK, Sutcliffe RL, Pearce GP. Pathology of Mycobacterium bovis infection in wild meerkats (Suricata suricatta). J Comp Pathol. 2009 ;140(1):12-24.
• Dürr S, Müller B, Alonso S, Hattendorf J, Laisse CJ, van Helden PD, Zinsstag J. Differences in primary sites of infection between zoonotic and human tuberculosis: results from a worldwide systematic review. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7(8):e2399.
• El-Sayed A, El-Shannat S, Kamel M, Castañeda-Vazquez MA, Castañeda-Vazquez H. Molecular epidemiology of Mycobacterium bovis in humans and cattle. Zoonoses Public Health. 2016;63(4):251-64.
• Eroksuz Y, Baydar E, Otlu B, Dabak M, Eroksuz H, Karabulut B, Incili CA, Timurkan MO. Case report: systemic tuberculosis caused by Mycobacterium bovis in a cat. BMC Vet Res. 2019;15(1):9.
• Etter E, Donado P, Jori F, Caron A, Goutard F, Roger F. Risk analysis and bovine tuberculosis, a re-emerging zoonosis. Ann N Y Acad Sci. 2006; 1081:61-73.
• Evans JT, Smith EG, Banerjee A, Smith RM, Dale J, Innes JA, Hunt D, Tweddell A, Wood A, Anderson C, Hewinson RG, Smith NH, Hawkey PM, Sonnenberg P. Cluster of human tuberculosis caused by Mycobacterium bovis: evidence for person-to-person transmission in the UK. Lancet. 2007; 369:1236-8.
• Faurholt-Jepsen D, Lillebaek T, Nielsen M-Y, Nielsen SD. Mycobacterium bovis meningitis in young Nigerian-born male. Scand J Infect Dis. 2014;46(10) :732-4.
• Fico R, Mariacher A, Franco A, Eleni C, Ciarrocca E, Pacciarini ML, Battisti A. Systemic tuberculosis by Mycobacterium bovis in a free-ranging Marsica brown bear (Ursus arctos marsicanus): a case report. BMC Vet Res. 2019;15(1):152. Fine AE, Bolin CA, Gardiner JC, Kaneene JB. A study of the persistence of Mycobacterium bovis in the environment under natural weather conditions in Michigan, USA.Vet Med Int. 2011;2011:765430.
• Fine AE, O'Brien DJ, Winterstein SR, Kaneene JB. An effort to isolate Mycobacterium bovis from environmental substrates during investigations of bovine tuberculosis transmission sites (cattle farms and wildlife areas) in Michigan, USA. ISRN Vet Sci. 2011;2011:787181.
• Fink M, Schleicher C, Gonano M, Prodinger WM, Pacciarini M, Glawischnig W, Ryser-Degiorgis MP, Walzer C, Stalder GL, Lombardo D, Schobesberger H, Winter P, Büttner M. Red deer as maintenance host for bovine tuberculosis, Alpine region. Emerg Infect Dis. 2015;21(3):464-7.
• Fitzgerald SD, Boland KG, Clarke KR, Wismer A, Kaneene JB, Berry DE, Church SV, Hattey JA, Bolin CA. Resistance of Mallard ducks (Anas platyrhynchos) to experimental inoculation with Mycobacterium bovis. Avian Dis. 2005; 49:144-6.
• Fitzgerald SD, Kaneene JB. Wildlife reservoirs of bovine tuberculosis worldwide: hosts, pathology, surveillance, and control. Vet Pathol. 2013;50(3):488-99.
• Fitzgerald SD, Schooley AM, Berry DE, Kaneene JB. Antimicrobial susceptibility testing of Mycobacterium bovis isolates from Michigan white-tailed deer during the 2009 hunting season. Vet Med Int. 2010; 2011:903683.
• Fitzgerald SD, Zwick LS, Berry DE, Church SV, Kaneene JB, Reed WM. Experimental inoculation of pigeons (Columba livia) with Mycobacterium bovis. Avian Dis. 2003; 47:470-5.
• Forbes BA, Hall GS, Miller MB, Novak SM, Rowlinson MC, Salfinger M, Somoskövi A, Warshauer DM, Wilson ML. Practice guidelines for clinical microbiology laboratories: Mycobacteria. Clin Microbiol Rev. 2018;31(2): e00038-17..
• Frankel A, Penrose C, Emer J. Cutaneous tuberculosis: a practical case report and review for the dermatologist. J Clin Aesthet Dermatol. 2009;2(10):19-27.
• Fritsche A, Engel R, Buhl D, Zellweger JP. Mycobacterium bovis tuberculosis: from animal to man and back. Int J Tuberc Lung Dis. 2004; 8:903-4.
• García-Bocanegra I, Barranco I, Rodríguez-Gómez IM, Pérez B, Gómez-Laguna J, Rodríguez S, Ruiz-Villamayor E, Perea A.Tuberculosis in alpacas (Lama pacos) caused by Mycobacterium bovis. J Clin Microbiol. 2010;48(5):1960-4.
• García-Jiménez WL, Benítez-Medina JM, Fernández-Llario P, Abecia JA, García-Sánchez A, Martínez R, Risco D, Ortiz-Peláez A, Salguero FJ, Smith NH, Gómez L, Hermoso de Mendoza J. Comparative pathology of the natural infections by Mycobacterium bovis and by Mycobacterium caprae in wild boar (Sus scrofa). Transbound Emerg Dis. 2013;60(2):102-9.
• Garner G, Saville P, Fediaevsky A. Manual for the recognition of exotic diseases of livestock: A reference guide for animal health staff [online]. Food and Agriculture Organization of the United Nations [FAO]; 2004. Tuberculosis (bovine).
• Available at: http://www.spc.int/rahs/.* Accessed 9 Oct 2007.
• Gavier-Widén D, Cooke MM, Gallagher J, Chambers MA, Gortázar C. A review of infection of wildlife hosts with Mycobacterium bovis and the diagnostic difficulties of the ‘no visible lesion' presentation. N Z Vet J. 2009;57(3):122-31.
• Ghodbane R, Mba Medie F, Lepidi H, Nappez C, Drancourt M. Long-term survival of tuberculosis complex mycobacteria in soil. Microbiology. 2014;160(Pt 3):496-501.
• González-Duarte A, Ponce de León A, Osornio JS. Importance of differentiating Mycobacterium bovis in tuberculous meningitis. Neurol Int. 2011;3(3): e9.
• Gormley E, Corner LA, Costello E, Rodriguez-Campos S. Bacteriological diagnosis and molecular strain typing of Mycobacterium bovis and Mycobacterium caprae. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl: S30-43.
• Gormley E, Doyle M, Duignan A, Good M, More SJ, Clegg TA. Identification of risk factors associated with disclosure of false positive bovine tuberculosis reactors using the gammainterferon (IFNγ) assay. Vet Res. 2013; 44:117.
• Gortazar C, Vicente J, Boadella M, Ballesteros C, Galindo RC, Garrido J, Aranaz A, de la Fuente J. Progress in the control of bovine tuberculosis in Spanish wildlife. Vet Microbiol. 2011;151(1-2):170-8.
• Grange JM. Mycobacterium bovis infection in human beings. Tuberculosis (Edinb). 2001; 81:71-7.
• Greenwald R, Lyashchenko O, Esfandiari J, Miller M, Mikota S, Olsen JH, Ball R, Dumonceaux G, Schmitt D, Moller T, Payeur JB, Harris B, Sofranko D, Waters WR, Lyashchenko KP. Highly accurate antibody assays for early and rapid detection of tuberculosis in African and Asian elephants. Clin Vaccine Immunol. 2009;16(5):605-12.
• Gunn-Moore DA. Feline mycobacterial infections. Vet J. 2014;201(2):230-8.
• Gunn-Moore DA, McFarland SE, Brewer JI, Crawshaw TR, Clifton-Hadley RS, Kovalik M, Shaw DJ. Mycobacterial disease in cats in Great Britain: I. Culture results, geographical distribution and clinical presentation of 339 cases. J Feline Med Surg. 2011;13(12):934-44.
• Gunn-Moore DA, McFarland SE, Schock A, Brewer JI, Crawshaw TR, Clifton-Hadley RS, Shaw DJ. Mycobacterial disease in a population of 339 cats in Great Britain: II. Histopathology of 225 cases, and treatment and outcome of 184 cases. J Feline Med Surg. 2011;13(12):945-52.
• Hammer P, Richter E, Rüsch-Gerdes S, Walte HG, Matzen S, Kiesner C. Inactivation of Mycobacterium bovis ssp. caprae in high-temperature, short-term pasteurized pilot-plant milk. J Dairy Sci. 2015;98(3):1634-9.
• Hang'ombe MB, Munyeme M, Nakajima C, Fukushima Y, Suzuki H, Matandiko W, Ishii A, Mweene AS, Suzuki Y. Mycobacterium bovis infection at the interface between domestic and wild animals in Zambia. BMC Vet Res. 2012; 8:221.
• Hines ME, Kreeger JM, Herron AJ. Mycobacterial infections of animals: pathology and pathogenesis. Lab Anim Sci. 1995;45(4):334-51.
• Hlavsa MC, Moonan PK, Cowan LS, Navin TR, Kammerer JS, Morlock GP, Crawford JT, Lobue PA. Human tuberculosis due to Mycobacterium bovis in the United States, 1995-2005. Clin Infect Dis. 2008;47(2):168-75.
• Hlokwe TM, Michel AL, Mitchel E, Gcebe N, Reininghaus B. First detection of Mycobacterium bovis infection in giraffe (Giraffa camelopardalis) in the Greater Kruger National Park complex: Role and implications. Transbound Emerg Dis. 2019 Jun 24 [Epub ahead of print].
• Hunter RL. Pathology of post primary tuberculosis of the lung: an illustrated critical review. Tuberculosis (Edinb). 2011;91(6):497-509.
• Jenkins HE, Yuen CM, Rodriguez CA, Nathavitharana RR, McLaughlin MM, Donald P, Marais BJ, Becerra MC. Mortality in children diagnosed with tuberculosis: a systematic review and meta-analysis. Lancet Infect Dis. 2017;17(3): 285-95.
• Judge J, McDonald RA, Walker N, Delahay RJ. Effectiveness of biosecurity measures in preventing badger visits to farm buildings. PLoS One. 2011;6(12): e28941.
• Jurczynski K, Lyashchenko KP, Gomis D, Moser I, Greenwald R, Moisson P. Pinniped tuberculosis in Malayan tapirs (Tapirus indicus) and its transmission to other terrestrial mammals. J Zoo Wildl Med. 2011;42(2):222-7.
• Jurczynski K, Scharpegge J, Ley-Zaporozhan J, Ley S, Cracknell J, Lyashchenko K, Greenwald R, Schenk JP. Computed tomographic examination of South American sea lions (Otaria flavescens) with suspected Mycobacterium pinnipedii infection. Vet Rec. 2011;169(23):608-14.
• Kaneene JB, Miller R, Meyer RM. Abattoir surveillance: the U.S. experience. Vet Microbiol. 2006; 112:273-82.
• Keating LA, Wheeler PR, Mansoor H, Inwald JK, Dale J, Hewinson RG, Gordon SV. The pyruvate requirement of some members of the Mycobacterium tuberculosis complex is due to an inactive pyruvate kinase: implications for in vivo growth. Mol Microbiol. 2005;56(1):163-74.
• Kelly P, Jahns H, Power E, Bainbridge J, Kenny K, Corpa JM, Cassidy JP, Callanan JJ. Mycobacteriosis in ostriches (Struthio camelus) due to infection with Mycobacterium bovis and Mycobacterium avium complex. Avian Dis. 2013;57(4): 808-11.
• Kiers A, Klarenbeek A, Mendelts B, Van Soolingen D, Koëter G.Transmission of Mycobacterium pinnipedii to humans in a zoo with marine mammals. Int J Tuberc Lung Dis. 2008;12(12):1469-73.
• Kipar A, Burthe SJ, Hetzel U, Rokia MA, Telfer S, Lambin X, Birtles RJ, Begon M, Bennett M. Mycobacterium microti tuberculosis in its maintenance host, the field vole (Microtus agrestis): characterization of the disease and possible routes of transmission. Vet Pathol. 2014;51(5):903-14.
• Kovacs BJ, Chen YK, Kettering JD, Aprecio RM, Roy I. Highlevel disinfection of gastrointestinal endoscopes: are current guidelines adequate? Am J Gastroenterol. 1999;94(6): 1546-50.
• Krajewska-Wędzina M, Augustynowicz-Kopeć E, Weiner M, Szulowski K. Treatment for active tuberculosis in giraffe (Giraffa camelopardalis) in a zoo and potential consequences for public health - Case report. Ann Agric Environ Med. 2018;25(4):593-5.
• Krajewska-Wędzina M, Olech W, Kozińska M, AugustynowiczKopeć E, Weiner M, Szulowski K. Bovine tuberculosis outbreak in farmed American bison (Bison bison) in Poland. Pol J Vet Sci. 2017;20(4):819-21.
• Kubica T, Rüsch-Gerdes S, Niemann S. Mycobacterium bovis subsp. caprae caused one-third of human M. bovis-associated tuberculosis cases reported in Germany between 1999 and 2001. J Clin Microbiol. 2003;41(7):3070-7.
• Lalor SM, Clarke S, Pink J, Parry A, Scurrell E, Fitzpatrick N, Watson F, O'Halloran C, Gunn-Moore D. Tuberculosis joint infections in four domestic cats. JFMS Open Rep. 2017;3(2):2055116917719401.
• Lan Z, Bastos M, Menzies D. Treatment of human disease due to Mycobacterium bovis: a systematic review. Eur Respir J. 2016;48(5):1500-3.
• Ledwon A, Szeleszczuk P, Zwolska Z, Augustynowicz-Kopec E, Sapierzynski R, Kozak M. Experimental infection of budgerigars (Melopsittacus undulatus) with five Mycobacterium species. Avian Pathol. 2008 ;37(1):59-64.
• Lee H, Kim JM, Jang Y, Lee K, Baek K, Lee B, Kim HY, Lee MH, Ryoo S, Bae YC, Choi EJ, So B. Bovine tuberculosis in an Asian small-clawed otter (Aonyx cinerea) in the Republic of Korea. J Vet Diagn Invest. 2015;27(5):651-5.
• Lees VW. Learning from outbreaks of bovine tuberculosis near Riding Mountain National Park: applications to a foreign animal disease outbreak. Can Vet J. 2004; 45:28-34.
• le Roex N, Cooper D, van Helden PD, Hoal EG, Jolles AE. Disease control in wildlife: evaluating a test and cull programme for bovine tuberculosis in African buffalo. Transbound Emerg Dis. 2016;63(6):647-57.
• le Roex N, Koets AP, van Helden PD, Hoal EG. Gene polymorphisms in African buffalo associated with susceptibility to bovine tuberculosis infection. PLoS One. 2013;8(5):e64494.
• le Roex N, van Helden PD, Koets AP, Hoal EG. Bovine TB in livestock and wildlife: what's in the genes? Physiol Genomics. 2013;45(15):631-7.
• Li C, Liu L, Tao Y.Diagnosis and treatment of congenital tuberculosis: a systematic review of 92 cases. Orphanet J Rare Dis. 2019;14(1):131.
• Lin PL, Yee J, Klein E, Lerche NW. Immunological concepts in tuberculosis diagnostics for non-human primates: a review. J Med Primatol. 2008 ;37 Suppl 1:44-51.
• Lutze-Wallace C, Turcotte C, Glover G, Cousins D, Bell J, BerlieSurujballi G, Barbeau Y, Randall G. Isolation of a Mycobacterium microti-like organism from a rock hyrax (Procavia capensis) in a Canadian zoo. Can Vet J. 2006;47(10):1011-3.
• Lyashchenko KP, Greenwald R, Esfandiari J, Meylan M, Burri IH, Zanolari P. Antibody responses in New World camelids with tuberculosis caused by Mycobacterium microti. Vet Microbiol. 2007;125(3-4):265-73.
• Maas M, Michel AL, Rutten VP. Facts and dilemmas in diagnosis of tuberculosis in wildlife. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2013;36(3):269-85.
• Maas M, van Kooten PJ, Schreuder J, Morar D, Tijhaar E, Michel AL, Rutten VP. Development of a lion-specific interferon-gamma assay. Vet Immunol Immunopathol. 2012;149(3-4):292-7.
• Madeira S, Manteigas A, Ribeiro R, Otte J, Fonseca AP, Caetano P, Abernethy D, Boinas F. Factors that influence Mycobacterium bovis infection in red deer and wild boar in an epidemiological risk area for tuberculosis of game species in Portugal. Transbound Emerg Dis. 2017;64(3):793-804.
• Maggioli MF. Bloody evidence: Is Mycobacterium bovis bacteraemia frequent in cattle?! Virulence. 2016;7(7):748-50.
• Majoor CJ, Magis-Escurra C, van Ingen J, Boeree MJ, van Soolingen D. Epidemiology of Mycobacterium bovis disease in humans, The Netherlands, 1993-2007. Emerg Infect Dis. 2011;17(3):457-63.
• Major A, Holmes A, Warren-Smith C, Lalor S, Littler R, Schwarz T, Gunn-Moore D. Computed tomographic findings in cats with mycobacterial infection. J Feline Med Surg. 2016;18(6):510-7.
• Malama S, Johansen TB, Muma JB, Mwanza S, Djønne B, Godfroid J. Isolation and molecular characterization of Mycobacterium bovis from Kafue lechwe (Kobus leche kafuensis) from Zambia. Trop Anim Health Prod. 2014 ;46(1):153-7.
• Malone KM, Gordon SV. Mycobacterium tuberculosis complex members adapted to wild and domestic animals. Adv Exp Med Biol. 2017; 1019:135-54.
• Mamo G, Bayleyegn G, Sisay Tessema T, Legesse M, Medhin G, Bjune G, Abebe F, Ameni G. Pathology of camel tuberculosis and molecular characterization of its causative agents in pastoral regions of Ethiopia. PLoS One. 2011;6(1):e15862.
• Maragou C, Theologie-Lygidakis N, Ioannidis P, Stenou A, Kanavaki S, Iatrou I, Tsolia MN. Primary tooth abscess caused by Mycobacterium bovis in an immunocompetent child. Eur J Pediatr. 2010;169(9):1143-5.
• Marcos LA, Spitzer ED, Mahapatra R, Ma Y, Halse TA, Shea J, Isabelle M, Lapierre P, Escuyer VE. Mycobacterium orygis lymphadenitis in New York, USA. Emerg Infect Dis. 2017;23(10):1749-51.
• Marianelli C, Cifani N, Capucchio MT, Fiasconaro M, Russo M, La Mancusa F, Pasquali P, Di Marco V. A case of generalized bovine tuberculosis in a sheep. J Vet Diagn Invest. 2010;22(3):445-8.
• Martín-Hernando MP, Torres MJ, Aznar J, Negro JJ, Gandía A, Gortázar C. Distribution of lesions in red and fallow deer naturally infected with Mycobacterium bovis. J Comp Pathol. 2010;142(1):43-50.
• Martins Melo A, Silva Filho RPD, von Groll A, Reis AJ, Diniz J, Perdigão J, Portugal I, da Silva PEA, Borelli Grecco F, Orzechowski Xavier M. Tuberculosis caused by Mycobacterium pinnipedii in a wild South American sea lion Otaria flavescens stranded in southern Brazil. Dis Aquat Organ. 2019;133(3):189-94.
• Mathews F, Macdonald DW, Taylor GM, Gelling M, Norman RA, Honess PE, Foster R, Gower CM, Varley S, Harris A, Palmer S, Hewinson G, Webster JP. Bovine tuberculosis (Mycobacterium bovis) in British farmland wildlife: the importance to agriculture. Proc Biol Sci. 2006;273(1584):357-65.
• Menin Á, Fleith R, Reck C, Marlow M, Fernandes P, Pilati C, Báfica A. Asymptomatic cattle naturally infected with Mycobacterium bovis present exacerbated tissue pathology and bacterial dissemination. PLoS One. 2013;8(1):e53884.
• Medeiros L, Marassi CD, Duarte RS, da Silva MG, Lilenbaum W. Comparison of decontamination methods for primary isolation of Mycobacterium bovis in paucibacillary bovine tissues. Lett Appl Microbiol. 2012;54(3):182-6.
• Menzies FD, Neill SD. Cattle-to-cattle transmission of bovine tuberculosis. Vet J. 2000; 160:92-106.
• Michel AL, Müller B, van Helden PD. Mycobacterium bovis at the animal-human interface: a problem, or not? Vet Microbiol. 2010;140(3-4):371-81.
• Michelet L, de Cruz K, Phalente Y, Karoui C, Henault S, Beral M, Boschiroli ML. Mycobacterium microti infection in dairy goats, France. Emerg Infect Dis. 2016;22(3):569-70.
• Michelet L, de Cruz K, Zanella G, Aaziz R, Bulach T, Karoui C, Henault S, Joncour G, Boschiroli ML. Infection with Mycobacterium microti in animals in France. J Clin Microbiol. 2015;53(3):981-5.
• Miller M, Joubert J, Mathebula N, De Klerk-Lorist LM, Lyashchenko KP, Bengis R, van Helden P, Hofmeyr M, Olea-Popelka F, Greenwald R, Esfandiari J, Buss P. Detection of antibodies to tuberculosis antigens in free-ranging lions (Panthera leo) infected with Mycobacterium bovis in Kruger National Park, South Africa. J Zoo Wildl Med. 2012;43(2):317-23.
• Miller M, Michel A, van Helden P, Buss P. Tuberculosis in rhinoceros: an underrecognized threat? Transbound Emerg Dis. 2017;64(4):1071-8.
• Miller RS, Sweeney SJ. Mycobacterium bovis (Bovine tuberculosis) infection in North American wildlife: status and opportunities for mitigation of risks of further infection in wildlife populations. Epidemiol Infect. 2013;141(7):1357-70.
• Monies B, Jahans K, de la Rua R. Bovine tuberculosis in cats. Vet Rec. 2006; 158:245-6.
• More SJ, Radunz B, Glanville RJ. Lessons learned during the successful eradication of bovine tuberculosis from Australia. Vet Rec. 2015;177(9):224-32.
• Muñoz Mendoza M, Juan Ld, Menéndez S, Ocampo A, Mourelo J, Sáez JL, Domínguez L, Gortázar C, García Marín JF, Balseiro A. Tuberculosis due to Mycobacterium bovis and Mycobacterium caprae in sheep. Vet J. 2012 ;191(2):267-9.
• Muñoz-Mendoza M, Marreros N, Boadella M, Gortázar C, Menéndez S, de Juan L, Bezos J, Romero B, Copano MF, Amado J, Sáez JL, Mourelo J, Balseiro A. Wild boar tuberculosis in Iberian Atlantic Spain: a different picture from Mediterranean habitats. BMC Vet Res. 2013;9:176.
• Muñoz-Mendoza M, Romero B, Del Cerro A, Gortazar C, GarciaMarin JF, Menendez S, Mourelo J, de Juan L, Saez JL, Delahay RJ, Balseiro A. Sheep as a potential source of bovine TB: epidemiology, pathology and evaluation of diagnostic techniques. Transbound Emerg Dis. 2016; 63:635-46.
• Murray A, Dineen A, Kelly P, McGoey K, Madigan G, NiGhallchoir E, Gunn-Moore DA. Nosocomial spread of Mycobacterium bovis in domestic cats. J Feline Med Surg. 2015 ;17(2):173-80.
• Narnaware SD, Dahiya SS, Tuteja FC, Nagarajan G, Nath K, Patil NV. Pathology and diagnosis of Mycobacterium bovis in naturally infected dromedary camels (Camelus dromedarius) in India. Trop Anim Health Prod. 2015;47(8):1633-6.
• Nebreda T, Álvarez-Prida E, Blanco B, Remacha MA, Samper S, Jiménez MS. Peritoneal tuberculosis due to Mycobacterium caprae. IDCases. 2016; 4:50-2.
• Nelson JT, Orloski KA, Lloyd AL, Camacho M, Schoenbaum MA, Robbe-Austerman S, Thomsen BV, Hall SM. Evaluation of serodiagnostic assays for Mycobacterium bovis infection in elk, white-tailed deer, and reindeer in the United States. Vet Med Int. 2012; 2012:563293.
• Ní Bhuachalla D, Corner LA, More SJ, Gormley E. The role of badgers in the epidemiology of Mycobacterium bovis infection (Tuberculosis) in cattle in the United Kingdom and the Republic of Ireland: current perspectives on control strategies. Vet Med (Auckl). 2014; 6:27-38.
• Niemann S, Richter E, Dalügge-Tamm H, Schlesinger H, Graupner D, Konigstein B, Gurath G, Greinert U, RuschGerdes S. Two cases of Mycobacterium microti derived tuberculosis in HIV-negative immunocompetent patients. Emerg Infect Dis. 2000;6(5):539-42.
• Nigsch A, Glawischnig W, Bagó Z, Greber N. Mycobacterium caprae infection of red deer in western Austria-optimized use of pathology data to infer infection dynamics. Front Vet Sci. 2019; 5:350.
• Nishi JS, Shury T, Elkin BT. Wildlife reservoirs for bovine tuberculosis (Mycobacterium bovis) in Canada: strategies for management and research. Vet Microbiol. 2006; 112:325-38. Nugent G. Maintenance, spillover and spillback transmission of bovine tuberculosis in multi-host wildlife complexes: a New Zealand case study. Vet Microbiol. 2011;151(1-2):34-42.
• Nugent G, Buddle BM, Knowles G. Epidemiology and control of Mycobacterium bovis infection in brushtail possums (Trichosurus vulpecula), the primary wildlife host of bovine tuberculosis in New Zealand. N Z Vet J. 2015;63 Suppl 1:28-41.
• Nugent G, Gortazar C, Knowles G. The epidemiology of Mycobacterium bovis in wild deer and feral pigs and their roles in the establishment and spread of bovine tuberculosis in New Zealand wildlife. N Z Vet J. 2015;63 Suppl 1:54-67.
• Nugent G, Yockney IJ, Whitford EJ. Intraspecific transmission of Mycobacterium bovis among penned feral pigs in New Zealand. J Wildl Dis. 2011;47(2):364-72.
• O'Brien DJ, Fierke JS, Cooley TM, Fitzgerald SD, Cosgrove MK, Schmitt SM. Performance of diagnostic tests for bovine tuberculosis in North American furbearers and implications for surveillance. Transbound Emerg Dis. 2013;60 Suppl 1:67-73.
• O'Brien DJ, Schmitt SM, Berry DE, Fitzgerald SD, Lyon TJ, Vanneste JR, Cooley TM, Hogle SA, Fierke JS. Estimating the true prevalence of Mycobacterium bovis in free-ranging elk in Michigan. J Wildl Dis. 2008;44(4):802-10.
• O'Brien DJ, Schmitt SM, Fitzgerald SD, Berry DE. Management of bovine tuberculosis in Michigan wildlife: current status and near-term prospects. Vet Microbiol. 2011;151(1-2):179-87.
• O'Brien DJ, Schmitt SM, Fitzgerald SD, Berry DE, Hickling GJ. Managing the wildlife reservoir of Mycobacterium bovis: the Michigan, USA, experience. Vet Microbiol. 2006; 112:313-23. O'Brien DJ, Schmitt SM, Rudolph BA, Nugent G. Recent advances in the management of bovine tuberculosis in freeranging wildlife. Vet Microbiol. 2011;151(1-2):23-33.
• O'Halloran C, Hope JC, Dobromylskyj M, Burr P, McDonald K, Rhodes S, Roberts T, Dampney R, De la Rua-Domenech R, Robinson N, Gunn-Moore DA. An outbreak of tuberculosis due to Mycobacterium bovis infection in a pack of English Foxhounds (2016-2017). Transbound Emerg Dis. 2018;65(6):1872-84.
• O'Halloran C, Ioannidi O, Reed N, Murtagh K, Dettemering E, Van Poucke S, Gale J, Vickers J, Burr P, Gascoyne-Binzi D, Howe R, Dobromylskyj M, Mitchell J, Hope J, Gunn-Moore D. Tuberculosis due to Mycobacterium bovis in pet cats associated with feeding a commercial raw food diet. J Feline Med Surg. 2019;21(8):667-81.
• Olea-Popelka F, Muwonge A, Perera A, Dean AS, Mumford E, Erlacher-Vindel E, Forcella S, Silk BJ, Ditiu L, El Idrissi A, Raviglione M, Cosivi O, LoBue P, Fujiwara PI. Zoonotic tuberculosis in human beings caused by Mycobacterium bovisa call for action. Lancet Infect Dis. 2017;17(1):e21-e25.
• Orloski K, Robbe-Austerman S, Stuber T, Hench B, Schoenbaum M. Whole genome sequencing of Mycobacterium bovis isolated from livestock in the United States, 1989-2018. Front Vet Sci. 2018; 5:253.
• Palmer MV. Mycobacterium bovis: characteristics of wildlife reservoir hosts. Transbound Emerg Dis. 2013;60 Suppl 1:1-13. Palmer MV, Waters WR. Advances in bovine tuberculosis diagnosis and pathogenesis: what policy makers need to know. Vet Microbiol. 2006; 112:181-90.
• Panarella ML, Bimes RS. A naturally occurring outbreak of tuberculosis in a group of imported cynomolgus monkeys (Macaca fascicularis). J Am Assoc Lab Anim Sci. 2010;49(2):221-5.
• Panteix G, Gutierrez MC, Boschiroli ML, Rouviere M, Plaidy A, Pressac D, Porcheret H, Chyderiotis G, Ponsada M, Van Oortegem K, Salloum S, Cabuzel S, Bañuls AL, Van de Perre P, Godreuil S. Pulmonary tuberculosis due to Mycobacterium microti: a study of six recent cases in France. J Med Microbiol. 2010;59(Pt 8):984-9.
• Park D, Qin H, Jain S, Preziosi M, Minuto JJ, Mathews WC, Moser KS, Benson CA. Tuberculosis due to Mycobacterium bovis in patients coinfected with human immunodeficiency virus. Clin Infect Dis. 2010;51(11):1343-6.
• Parte AC. LPSN - list of prokaryotic names withstanding in nomenclature. (bacterio.net), 20 years on. Int J Syst Evol Microbiol. 68:1825-9; Genus Mycobacterium. Available at: http://www.bacterio.net/mycobacterium.html. Accessed 20 Sep 2019.
• Pate M, Svara T, Gombac M, Paller T, Zolnir-Dovc M, Emersic I, Prodinger WM, Bartos M, Zdovc I, Krt B, Pavlik I, Cvetnić Z, Pogacnik M, Ocepek M. Outbreak of tuberculosis caused by Mycobacterium caprae in a zoological garden. J Vet Med B Infect Dis Vet Public Health. 2006;53(8):387-92.
• Pate M, Zajc U, Kušar D, Žele D, Vengušt G, Pirš T, Ocepek M. Mycobacterium spp. in wild game in Slovenia. Vet J. 2016; 208:93-5.
• Pavlik I, Trcka I, Parmova I, Svobodova J, Melicharek I, Nagy G, Cvetnic Z, Ocepek M, Pate M, Lipiec M. Detection of bovine and human tuberculosis in cattle and other animals in six Central European countries during the years 2000–2004. Vet Med- Czech. 2005;50 (7):291-9.
• Pedersen K, Miller RS, Anderson TD, Pabilonia KL, Lewis JR, Mihalco RL, Gortázar C, Gidlewski T. Limited antibody evidence of exposure to Mycobacterium bovis in feral swine (Sus scrofa) in the USA. J Wildl Dis. 2017 ;53(1):30-6. Pérez-Lago L, Navarro Y, García-de-Viedma D. Current knowledge and pending challenges in zoonosis caused by Mycobacterium bovis: a review. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl:S94-S100.
• Pesciaroli M, Alvarez J, Boniotti MB, Cagiola M, Di Marco V, Marianelli C, Pacciarini M, Pasquali P. Tuberculosis in domestic animal species. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl: S78-85. Pfeiffer DU. Epidemiology caught in the causal web of bovine tuberculosis. Transbound Emerg Dis. 2013;60 Suppl 1:104-10.
• Pollock C. Mycobacterial infection in the ferret. Vet Clin Exot Anim. 2012; 15:121-9.
• Pollock JM, Rodgers JD, Welsh MD, McNair J. Pathogenesis of bovine tuberculosis: the role of experimental models of infection. Vet Microbiol. 2006; 112:141-50.
• Prodinger WM, Eigentler A, Allerberger F, Schönbauer M, Glawischnig W. Infection of red deer, cattle, and humans with Mycobacterium bovis subsp. caprae in western Austria. J Clin Microbiol. 2002;40(6):2270-2.
• Prodinger WM, Indra A, Koksalan OK, Kilicaslan Z, Richter E. Mycobacterium caprae infection in humans. Expert Rev Anti Infect Ther. 2014;12(12):1501-13.
• Public Health Agency of Canada (PHAC). Pathogen Safety Data Sheets: infectious substances – Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium tuberculosis complex. Pathogen Regulation Directorate, PHAC; 2010 Nov. Available at: https://www.canada.ca/en/public-health/services/laboratorybiosafety-biosecurity/pathogen-safety-data-sheets-riskassessment/mycobacterium-tuberculosis-complex.html. Accessed 20 Sept 2019.
• Rahim Z, Thapa J, Fukushima Y, van der Zanden AGM, Gordon SV, Suzuki Y, Nakajima C. Tuberculosis caused by Mycobacterium orygis in dairy cattle and captured monkeys in Bangladesh: a new scenario of tuberculosis in South Asia. Transbound Emerg Dis. 2017;64(6):1965-9.
• Ramdas KE, Lyashchenko KP, Greenwald R, Robbe-Austerman S, McManis C, Waters WR. Mycobacterium bovis infection in humans and cats in same household, Texas, USA, 2012. Emerg Infect Dis. 2015;21(3):480-3.
• Réveillaud É, Desvaux S, Boschiroli ML, Hars J, Faure É, Fediaevsky A, Cavalerie L, Chevalier F, Jabert P, Poliak S, Tourette I, Hendrikx P, Richomme C. Infection of wildlife by Mycobacterium bovis in France assessment through a national surveillance system, Sylvatub. Front Vet Sci. 2018; 5:262. Reviriego Gordejo FJ, Vermeersch JP. Towards eradication of bovine tuberculosis in the European Union. Vet Microbiol. 2006; 112:101-9.
• Rhodes S, Holder T, Clifford D, Dexter I, Brewer J, Smith N, Waring L, Crawshaw T, Gillgan S, Lyashchenko K, Lawrence J, Clarke J, de la Rua-Domenech R, Vordermeier M. Evaluation of gamma interferon and antibody tuberculosis tests in alpacas. Clin Vaccine Immunol. 2012;19(10):1677-83.
• Riojas MA, McGough KJ, Rider-Riojas CJ, Rastogi N, Hazbón MH. Phylogenomic analysis of the species of the Mycobacterium tuberculosis complex demonstrates that Mycobacterium africanum, Mycobacterium bovis, Mycobacterium caprae, Mycobacterium microti and Mycobacterium pinnipedii are later heterotypic synonyms of Mycobacterium tuberculosis. Int J Syst Evol Microbiol. 2018;68(1):324-32.
• Rivière J, Carabin K, Le Strat Y, Hendrikx P, Dufour B. Bovine tuberculosis surveillance in cattle and free-ranging wildlife in EU Member States in 2013: a survey-based review. Vet Microbiol. 2014;173(3-4):323-31.
• Roberts T, O'Connor C, Nuñez-Garcia J, de la Rua-Domenech R, Smith NH. Unusual cluster of Mycobacterium bovis infection in cats. Vet Rec. 2014;174(13):326.
• Rodríguez E, Sánchez LP, Pérez S, Herrera L, Jiménez MS, Samper S, Iglesias MJ. Human tuberculosis due to Mycobacterium bovis and M. caprae in Spain, 2004-2007. Int J Tuberc Lung Dis. 2009;13(12):1536-41.
• Rodríguez S, Bezos J, Romero B, de Juan L, Álvarez J, Castellanos E, Moya N, Lozano F, Javed MT, Sáez-Llorente JL, Liébana E, Mateos A, Domínguez L, Aranaz A; Spanish Network on Surveillance and Monitoring of Animal Tuberculosis. Mycobacterium caprae infection in livestock and wildlife, Spain. Emerg Infect Dis. 2011;17(3):532-5.
• Rodriguez-Campos S, Smith NH, Boniotti MB, Aranaz A. Overview and phylogeny of Mycobacterium tuberculosis complex organisms: Implications for diagnostics and legislation of bovine tuberculosis. Res Vet Sci. 2014; 97: S5-S19.
• Roe WD, Lenting B, Kokosinska A, Hunter S, Duignan PJ, Gartrell B, Rogers L, Collins DM, de Lisle GW, Gedye K, Price-Carter M. Pathology and molecular epidemiology of Mycobacterium pinnipedii tuberculosis in native New Zealand marine mammals. PLoS One. 2019;14(2):e0212363.
• Roos EO, Olea-Popelka F, Buss P, Hausler GA, Warren R, van Helden PD, Parsons SDC, de Klerk-Lorist LM, Miller MA. Measuring antigen-specific responses in Mycobacterium bovis-infected warthogs (Phacochoerus africanus) using the intradermal tuberculin test. BMC Vet Res. 2018;14(1):360.
• Rüfenacht S, Bögli-Stuber K, Bodmer T, Jaunin VF, Jmaa DC, Gunn-Moore DA. Mycobacterium microti infection in the cat: a case report, literature review and recent clinical experience. J Feline Med Surg. 2011;13(3):195-204.
• Ryan TJ, Livingstone PG, Ramsey DS, de Lisle GW, Nugent G, Collins DM, Buddle BM. Advances in understanding disease epidemiology and implications for control and eradication of tuberculosis in livestock: the experience from New Zealand. Vet Microbiol. 2006; 112:211-9.
• Salvador LCM, O'Brien DJ, Cosgrove MK, Stuber TP, Schooley AM, Crispell J, Church SV, Gröhn YT, Robbe-Austerman S, Kao RR. Disease management at the wildlife-livestock interface: Using whole-genome sequencing to study the role of elk in Mycobacterium bovis transmission in Michigan, USA. Mol Ecol. 2019;28(9):2192-205.
• Sánchez FD, Yela IJ, Alfonseca E, Campuzano J, Morales E, Aguilar C. Respiratory tract infection caused by Mycobacterium bovis in a black swan (Cygnus atratus). Avian Pathol. 2016;45(1):126-31.
• Sanchez J, Tomás L, Ortega N, Buendía AJ, del Rio L, Salinas J, Bezos J, Caro MR, Navarro JA. Microscopical and immunological features of tuberculoid granulomata and cavitary pulmonary tuberculosis in naturally infected goats. J Comp Pathol. 2011;145(2-3):107-17.
• Sarradell JE, Alvarez J, Biscia M, Zumarraga M, Wunschmann A, Armien AG, Perez AM. Mycobacterium bovis infection in a horse with granulomatous enterocolitis. J Vet Diagn Invest. 2015;27(2):203-5.
• Schaftenaar W, Lécu A, Greenwald R, Lyashchenko KP. Retrospective serological investigation of bovine tuberculosis in two gemsbok (Oryx gazelle gazelle) and an onager (Equus hemionus onager). J Zoo Wildl Med. 2013;44(4):1036-42.
• Schiller I, Waters WR, Vordermeier HM, Jemmi T, Welsh M, et al. Bovine tuberculosis in Europe from the perspective of an officially tuberculosis ree country: trade, surveillance and diagno Vet Microbiol. 2011;151(1-2):153-9.
• Schoepf K, Prodinger WM, Glawischnig W, Hofer E, RevillaFernandez S, Hofrichter J, Fritz J, Köfer J, Schmoll F. A twoyears' survey on the prevalence of tuberculosis caused by Mycobacterium caprae in red deer (Cervus elaphus) in the Tyrol, Austria. ISRN Vet Sci. 2012; 2012:245138.
• Schöning JM, Cerny N, Prohaska S, Wittenbrink MM, Smith NH, Bloemberg G, Pewsner M, Schiller I, Origgi FC, RyserDegiorgis MP. Surveillance of bovine tuberculosis and risk estimation of a future reservoir formation in wildlife in Switzerland and Liechtenstein. PLoS One. 2013;8(1): e54253.
• Scott C, Cavanaugh JS, Silk BJ, Ershova J, Mazurek GH, LoBue PA, Moonan PK. Comparison of sputum-culture conversion for Mycobacterium bovis and M. tuberculosis. Emerg Infect Dis. 2017;23(3):456-62.
• Shivaprasad HL, Palmieri C. Pathology of mycobacteria in birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 2012; 15:41-55.
• Shrikrishna D, de la Rua-Domenech R, Smith NH, Colloff A, Coutts I. Human and canine pulmonary Mycobacterium bovis infection in the same household: re-emergence of an old zoonotic threat? Thorax. 2009 ;64(1):89-91.
• Shury TK, Bergeson D. Lesion distribution and epidemiology of Mycobacterium bovis in elk and white-tailed deer in southwestern Manitoba, Canada. Vet Med Int. 2011; 2011:591980.
• Shury TK, Bergeson D, Surujballi O, Lyashchenko KP, Greenwald R. Field evaluation of three blood-based assays for elk (Cervus canadensis) naturally infected with Mycobacterium bovis. Prev Vet Med. 2014;115(3-4):109-21.
• Stavinohova R, O'Halloran C, Newton JR, Oliver JAC, Scurrell E, Gunn-Moore DA. Feline ocular mycobacteriosis: clinical presentation, histopathological features, and outcome. Vet Pathol. 2019;56(5):749-60.
• Sunder S, Lanotte P, Godreuil S, Martin C, Boschiroli ML, Besnier JM. Human-to-human transmission of tuberculosis caused by Mycobacterium bovis in immunocompetent patients. J Clin Microbiol. 2009;47(4):1249-51.
• Sweetline Anne N, Ronald BS, Kumar TM, Kannan P, Thangavelu A. Molecular identification of Mycobacterium tuberculosis in cattle.Vet Microbiol. 2017; 198:81-7.
• Sweetline Anne N, Ronald BSM, Senthil Kumar TMA, Thangavelu A. Conventional and molecular determination of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium bovis isolates in cattle. Tuberculosis.2019;114:113-8.
• Swift BM, Convery TW, Rees CE. Evidence of Mycobacterium tuberculosis complex bacteraemia in intradermal skin test positive cattle detected using phage-RPA. Virulence 2016; 7(7):779-88.
• Thapa J, Nakajima C, Maharjan B, Poudell A, Suzuki Y. Molecular characterization of Mycobacterium orygis isolates from wild animals of Nepal. Jpn J Vet Res. 2015;63(3):151-8.
• Thapa J, Paudel S, Sadaula A, Shah Y, Maharjan B, Kaufman GE, McCauley D, Gairhe KP, Tsubota T, Suzuki Y, Nakajima C. Mycobacterium orygis-associated tuberculosis in free-ranging rhinoceros, Nepal, 2015. Emerg Infect Dis. 2016;22(3):570-2. Thorel MF, Karoui C, Varnerot A, Fleury C, Vincent V. Isolation of Mycobacterium bovis from baboons, leopards and a sealion. Vet Res. 1998;29(2):207-12.
• Torres-Gonzalez P, Soberanis-Ramos O, Martinez-Gamboa A, Chavez-Mazari B, Barrios-Herrera MT, Torres-Rojas M,
• Cruz-Hervert LP, Garcia-Garcia L, Singh M, GonzalezAguirre A, Ponce de Leon-Garduño A, Sifuentes-Osornio J, Bobadilla-Del-Valle M. Prevalence of latent and active tuberculosis among dairy farm workers exposed to cattle infected by Mycobacterium bovis. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7(4):e2177.
• Twomey DF, Crawshaw TR, Foster AP, Higgins RJ, Smith NH, Wilson L, McDean K, Adams JL, de la Rua-Domenech R. Suspected transmission of Mycobacterium bovis between alpacas. Vet Rec. 2009;165(4):121-2.
• U.K. Department for Environment Food and Rural Affairs
• [DEFRA] The Independent Scientific Group on Cattle TB (ISG). Pathogenesis and diagnosis of infections with M. bovis in cattle (Appendix C) [online]. DEFRA; 2003 Aug. Available at: http://www.defra.gov.uk/animalh/tb/isg/report/ annexc.htm. * Accessed 11 Oct 2007.
• U.S. Department of Agriculture, Animal and Plant Health Inspection Service [USDA APHIS]. Bovine tuberculosis [online]. USDA APHIS; 1995 Sept. Available at: http://www.aphis.usda.gov/oa/pubs/fsbtb.html.* Accessed 5 Nov 2001.
• van der Burgt G. Mycobacterium bovis causing clinical disease in adult sheep. Vet Rec. 2010;166(10):306.
• van der Burgt GM, Crawshaw T, Foster AP, Denny DJ, Schock A. Mycobacterium bovis infection in dogs. Vet Rec. 2009;165(21):634.
• van der Merwe M, Bekker JL, van der Merwe P, Michel AL. Cooking and drying as effective mechanisms in limiting the zoonotic effect of Mycobacterium bovis in beef. J S Afr Vet Assoc. 2009;80(3):142-5.
• van Ingen J, Boeree MJ, Wright A, van der Laan T, Dekhuijzen PN, van Soolingen D. Second-line drug resistance in multidrugresistant tuberculosis cases of various origins in the Netherlands. Int J Tuberc Lung Dis. 2008;12(11):1295-9.
• van Ingen J, Brosch R, van Soolingen D. Characterization of Mycobacterium orygis. Emerg Infect Dis. 2013;19(3):521-2.
• van Soolingen D, van der Zanden AGM, de Haas PEW, Noordhoek GT, Kiers A, Foudraine NA, Portaels F, Kolk AHJ, Kremer K, van Embden JDA. Diagnosis of Mycobacterium microti infections among humans by using novel genetic markers. J Clin Microbiol. 1998; 36:1840-5.
• van Zyl-Smit RN, Binder A, Meldau R, Mishra H, Semple PL, Theron G, Peter J, Whitelaw A, Sharma SK, Warren R, Bateman ED, Dheda K. Comparison of quantitative techniques including Xpert MTB/RIF to evaluate mycobacterial burden. PLoS One. 2011;6(12):e28815.
• Vayr F, Martin-Blondel G, Savall F, Soulat JM, Deffontaines G, Herin F. Occupational exposure to human Mycobacterium bovis infection: A systematic review. PLoS Negl Trop Dis. 2018;12(1):e0006208.
• Vazquez-Chacon CA, Martínez-Guarneros A, Couvin D, González-YMerchand JA, Rivera-Gutierrez S, Escobar-Gutierrez A, De-laCruz López JJ, Gomez-Bustamante A, Gonzalez-Macal GA, Gonçalves Rossi LM, Muñiz-Salazar R, Rastogi N, Vaughan G. Human multidrug-resistant Mycobacterium bovis infection in Mexico. Tuberculosis (Edinb). 2015;95(6):802-9.
• Viljoen IM, Sylvester TT, Parsons SDC, Millar RP, Helden PDV, Miller MA. Performance of the tuberculin skin test in Mycobacterium bovis-exposed and -unexposed African lions (Panthera leo). J Wildl Dis. 2019;55(3):537-43.
• Viljoen IM, van Helden PD, Millar RP. Mycobacterium bovis infection in the lion (Panthera leo): Current knowledge, conundrums and research challenges. Vet Microbiol. 2015;177(3-4):252-60.
• Vordermeier HM, Jones GJ, Buddle BM, Hewinson RG, VillarrealRamos B. Bovine tuberculosis in cattle: vaccines, DIVA tests, and host biomarker discovery. Annu Rev Anim Biosci. 2016; 4:87-109.
• Vordermeier HM, Pérez de Val B, Buddle BM, Villarreal-Ramos B, Jones GJ, Hewinson RG, Domingo M. Vaccination of domestic animals against tuberculosis: review of progress and contributions to the field of the TBSTEP project. Res Vet Sci. 2014;97 Suppl: S53-60.
• Walter WD, Anderson CW, Smith R, Vanderklok M, Averill JJ, Vercauteren KC. On-farm mitigation of transmission of tuberculosis from white-tailed deer to cattle: literature review and recommendations.Vet Med Int. 2012;2012:616318.
• Warburton B, Livingstone P. Managing and eradicating wildlife tuberculosis in New Zealand. N Z Vet J. 2015;63 Suppl 1:77-88.
• Waters WR, Palmer MV. Mycobacterium bovis infection of cattle and white-tailed deer: Translational research of relevance to human tuberculosis. ILAR J. 2015;56(1):26-43.
• Wilkins MJ, Meyerson J, Bartlett PC, Spieldenner SL, Berry DE, Mosher LB, Kaneene JB, Robinson-Dunn B, Stobierski MG, Boulton ML. Human Mycobacterium bovis infection and bovine tuberculosis outbreak, Michigan, 1994-2007. Emerg Infect Dis. 2008;14(4):657-60.
• Witmer G, Fine AE, Gionfriddo J, Pipas M, Shively K, Piccolo K, Burke P. Epizootiologic survey of Mycobacterium bovis in wildlife and farm environments in northern Michigan. J Wildl Dis. 2010;46(2):368-78.
• Wobeser G. Bovine tuberculosis in Canadian wildlife: an updated history. Can Vet J. 2009;50(11):1169-76.
• Woodroffe R, Donnelly CA, Ham C, Jackson SY, Moyes K, Chapman K, Stratton NG, Cartwright SJ. Badgers prefer cattle pasture but avoid cattle: implications for bovine tuberculosis control. Ecol Lett. 2016;19(10):1201-8.
• World Organization for Animal Health (OIE). Press release: Update on wildlife diseases. OIE: 2000 Jan. Available at: http://www.oie.int/ eng/press/A_000104.htm. * Accessed 9 Oct 2007.
• World Organization for Animal Health (OIE). Handistatus II [database online]. OIE; 2004. Available at: http://www.oie.int/hs2/report.asp?lang=en. Accessed 11 Oct 2007. World Organization for Animal Health (OIE). Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals [online]. Paris: OIE; 2018. Bovine tuberculosis (adopted 2009).
• Available at: https://www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahhm/3.04.06_BOVINE_TB.pdf Accessed 17 Sept 2019.
• World Organization for Animal Health (OIE). World animal health information database (WAHIS) [database online].
• Bovine tuberculosis: Paris:OIE;2019. Available at: https://www.oie.int/wahis_2/public/wahid.php/Diseaseinformation/diseasehome Accessed 17 Sept 2019.
• Xavier Emmanuel F, Seagar AL, Doig C, Rayner A, Claxton P, Laurenson I. Human and animal infections with Mycobacterium microti, Scotland. Emerg Infect Dis. 2007;13(12):1924-7.
• Yoshida S, Suga S, Ishikawa S, Mukai Y, Tsuyuguchi K, Inoue Y, Yamamoto T, Wada T. Mycobacterium caprae infection in captive Borneo elephant, Japan. Emerg Infect Dis. 2018;24(10):1937-40.
• Zanella G, Durand B, Hars J, Moutou F, Garin-Bastuji B, Duvauchelle A, Fermé M, Karoui C, Boschiroli ML. Mycobacterium bovis in wildlife in France. J Wildl Dis. 2008;44(1):99-108.
• Zanolari P, Robert N, Lyashchenko KP, Pfyffer GE, Greenwald R, Esfandiari J, Meylan M. Tuberculosis caused by Mycobacterium microti in South American camelids. J Vet Intern Med. 2009;23(6):1266-72.

*Посилання не активне